Effect of Enterobacter S16-3 as plant growth-promoting rhizobacteria on drought stress reduction in canola (Brassica napus) cultivars

Document Type : Research Paper

Authors

1 Dept. of Plant Breeding and Biotechnology, Faculty of Agriculture, University of Tabriz, Tabriz, Iran

2 Department of Soil Science-University of Tabriz

Abstract

Background and Objective: The goals of study were to investigate the inoculation effects of Enterobacter S16-3 on growth characteristics of canola cultivars under drought stress.

Methods and Materials: This experiment was conducted as factorial-experiment based on randomized complete block design with three replications at hydroponic system of greenhouse, College of Agriculture, University of Tabriz. Inoculated and non-inoculated six canola cultivars were evaluated under two levels of drought stress conditions (0.6 and 1.2 MPa) and control.

Results: Results showed drought stress caused a significant reduction in canola growth parameters such as fresh and dry weights of plant organs, height, root length, leaf relative water content and biological yield. Chlorophyll and proline content were suppressed under stress. Inoculation of canola cultivars with plant growth-promoting rhizobacteria not only improved height and root length, but also increased biological yield by 57.5 %. Bacterial inoculation also increased chlorophyll content and the concentration of proline under different stress conditions. Inoculated canola cultivars have better growth characteristics and biological yield than non-inoculated plants under drought stress conditions. Among canola cultivars inoculated Hyola308 surpassed other cultivars in all parameters under drought stress and the lack of a negative response to increasing drought stress indicated enhanced drought tolerance of Hyola308.

Conclusion: Taken together, these results demonstrated that Enterobacter S16-3bacteria probably has moderated the negative effects of drought stress and reduced the negative response of rapeseed cultivars to increasing drought stress by modifying the plant growth.

Keywords

Full Text

مقدمه

     تنش خشکی یکی از مهمترین و شایع ترین عوامل محدود کننده رشد، کیفیت و عملکرد محصولات زراعی در بسیاری از نقاط جهان است (حسین و همکاران 2018). خشکی یک تنش چند بعدی می باشد که  تغییرات متعددی را حتی در مکانیسم­های دفاعی گیاهان القا می کند (سیدیکو و همکاران 2000). کمبود آب با تاثیر بر آماس سلولی و در نتیجه باز و بسته شدن روزنه ها، محتوای نسبی آب سلولی، فرایندهای فتوسنتزی، آنزیمی و تجمع متابولیت ها را تحت تاثیر قرار داده و بر رشد گیاه اثر منفی می گذارد ( یونجائی و اسچمیدهالتر 2005 و فنائی و همکاران 2009). تحمـل خشکی صفتی کمی و پیچیده است که از جنبه های متفاوت با صـفاتی نظیر محتـوای آب نســبی بــرگ، فلورسـانس کلروفیـل، تجمـع پـرولین و تنظیم اسمزی ارتباط دارد (پروین و همکاران 2015). بررسی پاسخ ارقام مختلف به تنش خشکی از جنبه این صفات در مراحل حساس از رشد گیاه در گزینش ارقام متحمل به خشکی دارای اهمیت است (کافی و همکاران 2005).

     کلزا (Brassica napus L) به واسطه کمیت و کیفیت بالای روغن بعـد از سـویا ( (Glycine maxو نخل روغنی (Oleifera Elaeis) مهمترین منبع تولید روغن خوراکی در سیستم های کشاورزی به حساب می آید (اشرف و مکنیلی 2004). کلزا علارغم اینکه به شرایط محیطی متفاوت سازگاری بالایی نشان می دهد اما در بسیاری از مطالعات، کاهش چشمگیری در رشد و عملکرد ارقام کلزا تحت تنش آبی مشاهده شده است )چیما و صداقت 2004). همچنین تغییرات معنی­داری در پاسخ به تنش خشکی در بین ارقام کلزا گزارش شده است (ملکشاهی و همکاران 2009 و شیرانی راد و عباسیان 2001).  تنش خشکی اختلالات مورفولوژیکی و فیزیولوزیکی بیشماری را در مرحله رویشی گیاه کلزا سبب می شود ( سنگ تراش و همکاران 2009). این اختلالات منجر به کاهش جذب مواد غذایی وتخریب جریان فعال فتوسنتزی می گردد (جلیل و همکاران 2009).

     باکتر­ی­های ریزوسفری محرک رشد گیاه (PGPR[1]) گروه متنوعی از باکتری­های خاک هستند که می­توانند از طریق مکانیسم­های مختلف مستقیم و غیر مستقیم باعث تحریک و بهبود رشد و تغذیه گیاهان شوند (پنروز و گلیک 2003). این باکتری ها علاوه بر افزایش حاصلخیزی خاک ضمن ارتقاء رشد گیاه و سرکوب عوامل بیماری زا ، باعث توسعه کشاورزی سازگار با محیط زیست و پایدار می شوند (بهاروج و همکاران 2014). از جمله این باکتری ها سویه های بیشماری از اینتروباکتر ها متعلق به گروه  باکتریهای گرم منفی  هستند که پتانسیل مشارکت در توسعه پایدار، القا رشد گیاه و مقابله با پاتوژن های خاکزی را دارا می باشند (رودریگز و همکاران 2008). باکتری های محرک رشد می­توانند از اثرات زیانبار تنش­های زنده و غیرزنده در گیاه جلوگیری کنند (هان و لی 2005). این باکتری ها از طریق تغییرات در سیستم ریشه ای میزبان، تنظیم اسمزی، مدیریت تنش اکسیداتیو از طریق بیوسنتز و متابولیسم فیتو هورمون ها، تولید پلی ساکارید بزرگ و ترکیبات فعال بیولوژیک باعث کاهش پیامد منفی تنش بر روی گیاه میزبان می گردند ( باهاتاچری و جی­ها 2012).

      محققین بسیاری مصرف باکتریهای محرک رشد گیاه جهت تحریک تحمل گیاهان زراعی نسبت به تنشهای غیرزنده از جمله تنش خشکی را بررسی کردند (دیمکاپا و همکاران 2009 و کاسم و همکاران 2013 و رجب و همکاران 2014). بارناوال و همکاران (2017) اشاره کردند که در سطوح نسخه­برداری، باکتری محرک رشد گیاه باعث القای ژن­های مسئول در تنش خشکی و به دنبال آن افزایش تحمل گیاهان نسبت به تنش می­شود. کاظمی و همکاران (2018) اظهار داشتند که باکتری محرک رشد از جنش اینتروباکتر از طریق ایجاد تغییرات در پروتئین های مربوط به متابولیسم انرژی موجب افزایش تحمل به تنش اسمزی در ارقام مقاوم و هم حساس کلزا می گردد. کوهلر و همکاران (2010) همچنین کاهش خسارت اکسیداتیو ناشی از خشکی در گیاه کاهو  تلقیح شده با باکتریPseudomonas sp.  را گزارش کردند. با عنایت به اینکه از موثرترین عوامل برای مقابله با تنش خشکی، دستیابی و بهبود ارقام متحمل برای کشت است و با توجه به پیامدهای مثبت استفاده از باکتری های محرک رشد در شرایط تنش در تحریک رشد و نمو گیاه، این پژوهش با هدف بررسی اثرات تلقیح با باکتری Enterobacter S16-3 بر روی برخی خصوصیات مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ارقام کلزا در شرایط تنش خشکی انجام گردید.

 

مواد و روش­ها

     مواد گیاهی مورد استفاده در این پژوهش شامل ارقام Heros، Sarigol، Olga، RGS003، Hyola420، Hyola308 کلزا و جدایه باکتریائی مورد استفاده S16-3 متعلق به جنس Enterobacter بود که بعد از انجام آزمون برای ویژگی­های محرک رشدی اعم از انحلال فسفر، آزادسازی پتاسیم و مقاومت نسبی به تنش از میان چندین ایزوله باکتریایی متعلق به بانک میکروبی گروه علوم و مهندسی خاک دانشکده کشاورزی دانشگاه تبریز انتخاب گردید (ساریخانی و همکاران 2016 و کاظمی و همکاران 2018). ارقام کلزا در دو حالت تلقیح شده و تلقیح نشده با باکتری در دو سطح تنش خشکی 6/. و 2/1 مگا پاسکال (به ترتیب متوسط و شدید) به همراه شاهد (فاقد تنش) در قالب آزمایش فاکتوریل با طرح پایه طرح بلوک­های کامل تصادفی با سه تکرار در شرایط گلخانه و سیستم هیدروپونیک در دانشکده کشاورزی دانشگاه تبریز مورد ارزیابی قرار گرفتند. سیستم هیدروپونیک انتخابی از نوع بستر جاری بوده و کشت درون ماسه شسته شده به قطر ۲-۳ انجام شد. بذور ارقام کلزا بعد از ضد عفونی به روش پنروز و گلیک (2003) با فاصله یکسان بر روی کاغذ صافی استریل در پتری­دیش­ها قرار گرفت تا جوانه­زنی صورت گیرد. کلزاهای هفت روزه به سیستم هیدروپونیک شامل محلول هوگلند استریل انتقال یافتند (بنده حق و همکاران 2008). بعد از نشا کاری 10 میلی­لیتر از سوسپانسیون باکتری (با جمعیت تقریبی cfu ml-1109) به هر کدام از مخازن سیستم تزریق گردید (ساریخانی و همکاران 2016). پس از استقرار کامل گیاهچه ها اعمال تنش خشکی با اضافه کردن پلی­اتیلن­گلیکول (PEG 6000) به محلول غذایی موجود شروع و تا اواخر دوره رشد رویشی ادامه یافت (میشل و کافمن 1973). مقدار پلی اتیلن گلیکول مورد استفاده بر حسب گرم برای سطوح مختلف خشکی به وسیله فرمول زیر محاسبه شد:

Ψs = - CRT

بر اساس طرح آزمایش برای اعمال سطوح تنش اسمزی 6/0 و 2/1 مگا پاسکال، به ترتیب 60 و 120 گرم در لیتر PEG 6000 به هر کدام از مخازن سیستم اضافه گردید. صفات وزن تر، ارتفاع بوته، طول و حجم ریشه نمونه های گیاهی در اواخر دوره رویشی مورد ارزیابی قرار گرفت. اندازه گیری عملکرد بیولوژیک نمونه ها بعد از خشک کردن بوته­ها در آون با دمای 65 درجه سلسیوس به مدت 72 ساعت انجام شد. محتوای نسبی آب برگ­های توسعه یافته بر اساس روش (ایگریت و توینی 2002) تعیین گردید:

 

 

 

مقدار کلروفیلa ، b و کل برگ­های توسعه یافته برحسب میلی گرم کلروفیل در گرم برگ به کمک اسپکتروفتومتر در طول موج های 645 و 663 نانومتر محاسبه شد (مکینی 1941):

 

 

 

Chl a = (12.7 A645 + 2.7 A663)

Chl b = (22.9 A645 + 4.68 A663)

Chl a + b = (20.2 A645 + 8.02 A663)

 

 

برای تعیین مقدار پرولین در ریشه و برگ دو رقم Hyola308 و Sarogol روش بیتس و همکاران (1973) مورد استفاده قرار گرفت. برای تجزیه‌های آماری و رسم نمودار­ها از نرم‌افزارهای  SPSSوExcel  استفاده شد. مقایسه میانگین ها با استفاده از آزمون چند دامنه­ای دانکن در سطح احتمال پنج درصد صورت گرفت.

 

نتایج و بحث

وزن تر و عملکرد بیولوژیک

     نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که اثر تلقیح با باکتری و سطوح مختلف تنش خشکی برای صفات وزن تر و وزن خشک برگ، ریشه و عملکرد بیولوژیک بوته در سطح احتمال پنج درصد معنی­دار بود (جدول 1). بر اساس مقایسه میانگین کاهش وزن تر و خشک (ریشه، برگ و عملکرد بیولوژیک) در هر دو سطح تنش نسبت به شاهد بدون تنش در کلیه ارقام اتفاق افتاد و تلقیح باکتری باعث تعدیل اثرات تنش در سطوح تنش متوسط و شاهد گردید (جدول 2). مشاهده شد که ارقام کلزا به لحاظ تولید بیوماس و عملکرد بیولوژیک پاسخ متفاوت معنی­داری در سطح احتمال پنج درصد نشان دادند. کمترین میزان وزن تر مربوط به رقم Sarigol تلقیح نشده با میانگین 47/15 گرم بود و بیشترین میزان عملکرد بیولوژیک در رقم Hyola308 مشاهده شد (جدول 3). در شرایط محدودیت دسترسی به آب، داشتن وزن تر و خشک بالا خصوصیتی مطلوب برای گیاه به شمار می رود (انجوم و همکاران 2017). تنش خشکی رشد رویشی و زایشی گیاه را تحت تاثیر قرار می­دهد (کایا و همکاران 2001). گزارش­های فراوانی وجود رابطه منفی بین تنش خشکی و شاخص­های رشد از جمله وزن تر و خشک بوته، رشد ریشه­ها، شاخص سطح برگ و ارتفاع بوته را تأیید می­کند (اشرف و احمد 2000). مطابق با یافته­های حاضر کرون و همکاران (2008) نشان دادند که با افزایش سطوح تنش خشکی میزان وزن تر به طور معنی دار در ارقام کلزا کاهش می یابد. تنش خشکی ضمن تأثیر بر میزان آب مصرفی با جلوگیری از انتقال املاح و مواد غذایی به گیاه و کاهش فتوسنتز باعث کاهش تجمع ماده خشک و در نهایت عملکرد گیاه می­شود (رضایی و نحوی 2007). در بررسی خصوصیات ژنوتیپهای متحمل و حساس نخود و عدس به تنش خشکی گزارش شد، کاهش انتقال مواد غذایی و کاهش جذب آب در محیط دارای پلی اتیلن گلیکول عامل اصلی کاهش طول و وزن خشک ساقه چه در ژنوتیپ های حساس است (بی بی و همکاران 2009). ارزانش و همکاران (2012) نشان دادند که تلقیح سویه­های مختلفی از باکتری­های محرک رشد گیاه با دو رقم کلزا می­تواند اثر تنش کم­آبی را روی وزن خشک برگ و ساقه گیاه بطور معنی داری کاهش دهد. عکس العمل گیاهان مختلف به تلقیح در شرایط مختلف تنشی، متفاوت بوده و به همین دلیل درجه تأثیر آنها نیز متفاوت است. با توجه به نتایج حاصل از پژوهش قبلی باکتری­ محرک رشد Enterobacter S16-3  دارای توان افزایش جذب عناصرغذایی از خاک بخصوص عناصر با تحرک پائین در خاک مانند فسفر و پتاس می­باشد (کاظمی و همکاران 2018) و نظر به این که چنین موادی از توانایی تاثیر بر توزیع مواد فتوسنتزی، ریشه­زایی و تسهیم ماده خشک در گیاه برخوردارند (چابود و همکاران 2006)، لذا این باکتری محرک رشد ممکن از این طریق در افزایش ماده خشک بوته ها نقش داشته باشد.

 

 

 

 

 

جدول 1-تجزیه واریانس تأثیر تلقیح باکتری Enterobacter S16-3 و تنش خشکی بر برخی صفات رشدی

و فیزیولوژیکی ارقام کلزا

منابع تغییر

درجه آزادی

میانگین مربعات

وزن تر کل

وزن خشک ریشه

وزن خشک بخش هوایی

عملکرد بیولوژیک

ارتفاع بوته

محتوای نسبی آب

طول ریشه

تکرار

2

109/4

0/0006

0/01

0/01

12/3

0/000002

1/5

باکتری

1

4585/8**

0/0175**

1/73**

2/1**

184/1**

0/0131**

160/2**

تنش

2

46877/5**

0/1541**

11/44**

14/17**

28/8**

0/0976**

26/1**

رقم

5

2570**

0/0419**

1/77**

2/35**

636/1**

0/1935**

299/9**

باکتری*تنش

2

977/2**

0/0024**

0/57**

0/63**

50/02**

0/0049**

4/9*

باکتری*رقم

5

156/4**

0/0004

0/26**

0/26**

10/7

0/0029**

23/6**

تنش*رقم

10

817/7**

0/0017**

0/14**

0/16**

13/1**

0/0059**

5/5**

باکتری*تنش*رقم

10

76/9*

0/0005

0/08**

0/08**

17/0**

0/0034**

1/7

خطا

70

35/9

0/0003

0/01

0/02

4/7

000009/0

1/5

ضریب تغییرات(%)

17/4

20/2

18/26

17/44

9/5

0/72

11/6

* و **: به ترتیب اختلاف معنی دار در سطح احتمال پنج و یک درصد می باشد

 

 

 

ارتفاع بوته

     نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که اثر تمام عوامل مورد بررسی به غیر از اثر متقابل باکتری در رقم بر ارتفاع در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بوده است (جدول 1). بر اساس مقایسه میانگین کاهش ارتفاع در شرایط تنش خشکی نسبت به شاهد بدون تنش در کلیه ارقام کلزا اتفاق افتاد. تلقیح باکتری باعث تعدیل اثرات تنش شد به طوری که بیشترین بهبود در ارتفاع گیاه در شرایط تنش شدید مشاهده گردید (جدول 2). بالاترین میزان ارتفاع مربوط رقم Hyola308 تلقیح شده با میانگین 5/29 سانتی­متر به دست آمد و کمترین میزان ارتفاع به میزان 11 سانتی­متر در Sarigol تلقیح نشده حاصل شد (جدول 3). مطابق با یافته های حاضر بایبوردی و همکاران (2010) نشان دادند که ارتفاع بوته ژنوتیپ­های کلزا، با کاهش رطوبت خاک کاهش می یابد. فیشر و وود (1979) کاهش ارتفاع گیاه را یکی از صفات مرتبط با حساسیت به خشکی عنوان کردند. ذبیحی و همکاران (2009) طی تحقیقی روی گندم نشان دادند که تلقیح گیاه با باکتری Pseudomonas flavescens در سطوح مختلف تنش باعث افزایش ارتفاع بوته نسبت به شاهد بدون تنش شد. اثر سویه های باکتری در کاهش اثرات تنش، به توانایی آنها در کاهش تولید اتیلن و افزایش جذب آب نسبت داده می شود (باسیلو و همکاران 2004). تلقیح گیاهان با باکتری­های محرک رشد همراه با کاهش سطوح هورمون گیاهی اتیلن در طی مراحلی و افزایش توان جذب عناصر باعث تغییرات در رشد و نمو گیاهان و افزایش ارتفاع در گیاهان تلقیح شده می گردد (گلیک 2005).

 

 

 

جدول 2-مقایسه میانگین صفات رشدی ارقام کلزا تلقیح نشده و تلقیح شده با باکتری Enterobacter S16-3

تحت تنش خشکی

باکتری

سطوح تنش

وزن تر کل بوته(g)

وزن خشک ریشه بوته(g)

وزن خشک بخش هوایی بوته (g)

وزن خشک کل بوته( g)

ارتقاع بوته (cm)

طول ریشه (cm)

عدم تلقیح

شاهد

092/60b

b35/1

b26/10

b61/11

333/23ab

c802/9

متوسط

103/17d

d42/0

d22/4

d64/4

166/22b

c069/10

شدید

365/3e

e30/0

e68/1

e98/1

305/19c

d972/7

تلقیح

شاهد

706/86a

a79/1

a31/15

a11/17

972/23a

a363/12

متوسط

648/31c

c57/0

c74/6

c31/7

138/24a

ab716/11

شدید

e304/5

cd47/0

e71/1

e18/2

a527/24

bc072/11

میانگین های دارای حروف مشترک در هر ستون ها فاقد اختلاف معنی دار در سطح احتمال پنج درصد می باشند

 

 

طول ریشه

     تجزیه واریانس داده ها  نشان داد که اثر تمامی عوامل مورد بررسی به غیر از اثرمتقابل سه­گانه بر طول ریشه تفاوت معنی­دار داشته است (جدول 1). بر اساس مقایسه میانگین طول ریشه در شرایط تنش متوسط در مقایسه با شاهد ثابت باقی ماند و با افزایش شدت تنش به میزان تقریبی 26 درصد کاهش پیدا کرد و به مقدار972/7 سانتی متر رسید تلقیح باکتری باعث بهبود طول ریشه گردید (جدول 2). بیشترین میزان طول ریشه مربوط به رقم Hyola308 تلقیح شده با میانگین 11 سانتی­متر وکمترین میزان طول ریشه هم به رقم Sarigol تلقیح نشده با میانگین 5/3 سانتی متر اختصاص یافت (جدول 3). کاهش طول و وزن خشک ریشه­ها جزء رخدادهای رایجی است که در اکثرگیاهان تحت شرایط تنش خشکی اتفاق میافتد، ولی شدت این کاهش بسته به ژنوتیپ و میزان مقاومت گیاه در برابرتنش خشکی متفاوت است (کالیفیت اوقلو ماجار و همکاران 2009). یکی از دلایل کاهش رشد ریشه تغییر در انتقال فرآورده­های فتوسنتزی و پروتئین ها به ریشه­هاست، انتقال سریعتر فرآورده های فتوسنتزی و پروتئین ها در ژنوتیپهای متحمل به تنش خشکی سبب رشد بهتر سیستم ریشه ای آنها می گردد (منسه و همکاران 2006). هی و همکاران (2005) گزارش کردند که با افزایش شدت تنش طول ریشه­های ارقام ذرت کاهش یافت و اختلاف معنی­داری بین ارقام ذرت مورد مطالعه برای صفت طول ریشه مشاهده شد. گیاهان به واسطه تلقیح با باکتریهای محـرک رشـد، توانـایی تولید ریشه های طویل تر و گسترده تر را تحت تنش اسمزی دارند (هان و لی  2005). کاپولنیک و همکاران (1985) نشان دادند که تلقیح با باکتری های محرک رشد ضمن افزایش سطح ریشه، طول ریشه گیاهچه­های گندم را نیز افزایش می­دهند. باکتری­های محرک رشد از طریق تولید هورمون­های تحریک­کننده رشد مانند اکسین منجر به گسترش سیستم ریشه در جهت افزایش جذب آب و مواد مغذی می شوند که نتیجه آن بهبود توزیع مواد فتوسنتزی و رشد گیاه است (وال ورده و همکاران 2006).

 

محتوای نسبی آب برگ ([2]RWC)

     تجزیه واریانس برای محتوای نسبی آب برگ نشان داد که تفاوت معنی­داری در سطح احتمال یک درصد بین تلقیح و عدم تلقیح با باکتری، ارقام و سطوح مختلف تنش وجود دارد (جدول 1). مقایسه میزان محتوای نسبی آب برگ در سطوح مختلف تنش نشان داد که با افزایش شدت تنش از محتوای نسبی آب برگ کاسته می­شود. تلقیح باکتری تعدیل اثرات   تنش   و بهبود محتوای نسبی آب

 

 

جدول 3-پاسخ متفاوت صفات رشدی ارقام کلزای تلقیح شده و تلقیح نشده با باکتری Enterobacter S16-3

باکتری

ارقام

وزن تر کل بوته(g)

وزن خشک ریشه بوته(g)

وزن خشک بخش هوایی بوته (g)

وزن خشک کل بوته( g)

ارتقاع بوته (cm)

طول ریشه (cm)

عدم تلقیح

Hyola308

a29/59

a144/2

a48/15

a62/16

29a

11a

Heros

b63/37

b40/1

b10/9

b70/13

18c

666/8c

Sarigol

d47/15

c30/0

c80/3

c10/4

11d

5/3e

RGS 003

cd14/31

505/1

b10/11

bc70/11

666/22b

9b

Hyola420

b36

b90/1

b80/11

bc50/12

666/17c

833/6d

Olga

cd39/22

b60/1

b10

bc70/12

5/17c

833/8bc

تلقیح

Hyola308

a45/83

a80/11

a46/15

a65/26

5/29a

16a

Heros

c64/45

cd2

b70/9

bc90/12

83/23bc

166/13c

Sarigol

d97/22

d60/0

b40/6

c10/7

18d

166/5f

RGS 003

b38/59

b8/4

b40/10

b40/17

33/29a

266/14b

Hyola420

b59/69

c3

b80/9

bc70/11

66/25b

666/6e

Olga

c22/37

b8/5

b50/11

b20/15

83/20cd

166/11d

میانگین های دارای حروف مشترک در هر ستون ها فاقد اختلاف معنی دار در سطح احتمال پنج درصد می باشند

 

 

 

برگ در شرایط تنش را به دنبال دارد (شکل 1). در این آزمایش بیشترین مقدار محتوای نسبی آب برگ مربوط به شرایط بدون تنش و تلقیح با باکتری در رقم Hyola308 به میزان 5/66 درصد و کمترین مقدار آن مربوط به سطح تنش شدید و عدم تلقیح با باکتری در رقم Sarigol به میزان 16 درصد بود (شکل 1). محتوای نسبی آب برگ مقیاسی جهت شناسایی ارقام مقاوم و حساس  به تنش می­باشد (هو و زیاونگ 2014). محتوای نسبی آب برگ بیشتر در ارقام متحمل، به دلیل توانایی بالای این گیاهان در جذب آب از خاک و جبران تعرق انجام گرفته از سطح گیاه است (سیدیکو و همکاران 2000). مطابق با یافته های حاضر در تحقیقی کـه توسـط حیدری و همکاران (2015) صورت گرفت مشاهده شد که تنش خشـکی، کـاهش معنـی دار محتوای نسبی آب برگ در اندامهای هوایی کلزا را سبب شـد و کـاربرد بـاکتری های محرک رشد خصوصاً به صورت جداگانه در تخفیف اثر تنش نقـش داشت. مایک و همکاران (2004) نیز نشان دادند که تلقیح باکتری Achromobacter piechaudii با گوجه­فرنگی و فلفل مقدار محتوای نسبی آب برگ و کارایی مصرف آب را در این گیاهان افزایش می­دهد. تنش خشکی موجب کاهش محتوای نسبی آب بـرگ هـا می شود (مولنار  و همکاران 2002). کاهش رشد و فعالیت ریشه ها و افزایش میزان تبخیر و تعرق از جامعه گیاهی از عوامل کاهش محتوای نسبی آب بافت است (تارومینگکینگ و کوتو 2003). تلقیح با باکتری تولید متابولیت­های ثانویه سازگار­ را در گیاه ترغیب نموده و در نتیجه با کاهش پتانسیل اسمزی در داخل گیاه شرایط را برای افزایش جذب آب و عناصر غذایی و همچنین گسترش ریشه ها  و به دنبال آن افزایش محتوای نسبی آب برگ فراهم می کند (جلیلی و همکاران، 2011 و  آروین و همکاران 2018).

 

غلظت کلروفیل

     نتایج تجزیه واریانس نشان داد که اثر باکتری، ارقام، تنش وکلیه اثرات متقابل دو گانه  و سه گانه  در سطح

 

 

 

 

 

 

شکل 1-میانگین محتوای نسبی آب برگ ارقام کلزای تلقیح نشده و تلقیح شده با باکتری Enterobacter S16-3

 تحت تنش خشکی

 

احتمال یک درصد معنی­دار است (جدول 4). با افزایش سطوح تنش میزان کلروفیل a و b در ارقام Heros، Hyola308 و RGS003 تقریبا ثابت باقی ماند و در مقابل در ارقام Sarigol، Hyola420 و Olga با افزایش شدت تنش میزان کلروفیل ابتدا افزایش سپس کاهش نشان داد (شکل 2 و 3). بر اساس مقایسه میانگین تیمارها با وجود اینکه میزان کلروفیل کل ابتدا افزایش و سپس کاهش یافت، تلقیح باکتری افزایش غلظت کلروفیل کل را در این ارقام باعث شد (جدول 5). بیشترین مقدار کلروفیل a و b مربوط رقم Hyola308 در شرایط تنش شدید و تلقیح باکتری و کمترین مقدار آن مربوط رقم Sarigol در تیمار شاهد و عدم تلقیح باکتری بود (شکل 2 و 3). در شرایط تنش ملایم کم آبی سطح برگ بـه شـدت کـاهش یافته و علیرغم تخریب مولکـولهـای کلروفیـل، غلظت کلروفیل باقیمانـده در واحــد ســطح بـرگ افـزایش مـی­یابـد (اسچ و همکاران 2000). اما تنش شدید باعث توقف کامل کلروفیل­سازی و کاهش غلظت کلروفیل در واحد سطح برگ می­گردد (ساندهیا و همکاران 2010). به نظر می­رسد که کاهش میزان کلروفیل در اثر تنش خشکی شدید به علت افزایش تولید رادیکال­های اکسیژن باشد که این رادیکال­های آزاد باعث تخریب سیستم فتوسنتزی و در نهایت تجزیه کلروفیل می­شوند (شوئتز و فانمیر 2001). ژنوتیـپ­ها با محتـوای کلروفیـل بالا در شرایط تنش به دلیل همبسـتگی مثبت بـین محتوای کلروفیـل بـرگ و عملکـرد، تحمل به خشکی بیشتر و عملکرد بالاتری را نشان می­دهند (خان و همکاران 2007).  بایبوردی و همکاران (2010) اظهار کردند که پس از تنش خشکی، محتوای کلروفیل در برگ­های کلزا کاهش یافت، اما برگ­های ارقام مقاوم نسبت به ارقام حساس، رنگ سبز تیره­تر و محتوای کلروفیل بیشتری را نشان دادند. افزایش در محتوای کلروفیل ارقام کلزا تحت تنش خشکی در اثر تلقیح با تیمار باکتریایی سودوموناس فلورسنس گزارش شده است (حیدری و همکاران 2015). سودرزینسکا و ساویکا (2000) نیز نشان دادند که تلقیح گندم با آزوسپیریلوم موجب افزایش محتوای کلروفیل برگ تحت تنش اسمزی می­شود. زهیر و همکاران (2004) دلیل این افزایش را توانایی تولید هورمون­های محرک رشد و آنزیم نیترات ردوکتاز جدایه­ها در گیاه معرفی کردند. بر اساس تجزیه واریانس و مقایسه میانگین ها برای صفات مورد مطالعه در ارقام کلزای تلقیح شده و تلقیح نشده با باکتری تحت تنش خشکی دو رقمHyola308  و Sarigol به ترتیب به عنوان ارقام متحمل و حساس نسبی از بین شش رقم کلزا انتخاب و اندازه گیری میزان پرولین روی این دو رقم انجام گرفت.

 

 

جدول 4-تجزیه واریانس تاثیر تلقیح باکتری Enterobacter S16-3 و تنش خشکی بر محتوای کلروفیل و پرولین ارقام کلزا

منابع تغییر

درجه آزادی

میانگین مربعات

کلروفیلa

کلروفیل b

پرولین برگ

پرولین ریشه

تکرار

2

0/32**

0/398**

2573/8**

43894/9**

باکتری

1

5/18**

1/221**

28222/6**

182136/6**

تنش

2

0/64**

0/076**

43016/1**

5420/7*

رقم

5

9/55**

2/887**

2969/7**

7540/1**

باکتری*تنش

2

0/30**

0/239**

8968/6**

3473/7*

باکتری*رقم

5

0/22**

0/021**

590/9*

5660/8**

تنش*رقم

10

0/05**

0/016**

1012/5**

788/9

باکتری*تنش*رقم

10

0/023**

0/0064**

199/4

318/9

خطا

70

0/0016

0/0018

247/2

1260/9

ضریب تغییرات(%)

2/31

4/44

44/4

65/8

* و **: به ترتیب اختلاف معنی دار در سطح احتمال پنج و یک درصد می باشد

 

 

 

شکل 2-میانگین غلظت کلروفیل a ارقام کلزای تلقیح نشده و تلقیح شده با باکتری Enterobacter S16-3

تحت تنش خشکی

 

شکل 3-میانگین غلظت کلروفیل b ارقام کلزای تلقیح نشده و تلقیح شده با باکتری Enterobacter S16-3

تحت تنش خشکی

 

 

پرولین برگ و ریشه

     تجزیه واریانس داده­ها نشان داد که اثر باکتری، رقم، تنش و اثرات متقابل دوگانه در سطح احتمال یک درصد بر میزان پرولین برگ و ریشه معنی­دار است (جدول 4). بر اساس مقایسه میانگین با افزایش میزان تنش، مقدار پرولین برگ افزایش پیدا کرد. این افزایش در شرایط تنش شدید در بیشترین مقدار خود بود به طوری که میزان پرولین برگ نسبت به شاهد بدون تنش 1/22 برابر شد، تلقیح با باکتری این افزایش را شدت بخشیده است (جدول 5). مقایسه میانگین میزان پرولین ریشه نشان داد که در حالت عدم تلقیح با باکتری با افزایش شدت تنش مقدار پرولین ریشه ثابت باقی ماند و تلقیح با باکتری افزایش مقدار پرولین ریشه به ویژه در شرایط تنش شدید در مقایسه با شاهد بدون تنش را به دنبال داشت (جدول 5). یکی از مکانیسم های تنظیم اسمزی تجمع املاح سازگاری نظیر پرولین است و بسیاری از گیاهان و میکروارگانیسم ها پرولین را در پاسخ به تنش اسمزی تجمع می دهند (هاری و همکاران 2002). افزایش غلظت پرولین در گیاهانی که تحت تنش قرار گرفته­اند، نوعی سازگاری برای غلبه بر شرایط تنش می­باشد و با تحمل خشکی در بسیاری از گونه های گیاهی ارتباط دارد (منیوانان و همکاران 2007).  صفر نژاد (2004) با بررسی اثر تنش اسمزی بر ژنوتیپ های یونجه گزارش نمود که ژنوتیپ های مقاوم، واکنش سریعتر و بیشتری از نظر تجمع پرولین نسبت به گونه های حساس دارند. از انجایی که تجمع پرولین در برگ ها بیشتر از سایر قسمت های گیاه نظیر غلاف ها و ریشه ها می باشد، لذا تنش اسمزی در برگ ها شدید تر از سایر نقاط است (آخوندی و همکاران 2006). حیدری و همکاران (2015) افزایش تجمع پرولین در ارقام کلزای تحت تنش خشکی را گزارش کردند. همچنین با تلقیح ارقام کلزا با سویه های باکتری Pseudomonas spp تحت تنش خشکی بـه این نتیجه رسیدند که سویه­های باکتری نسبت بـه شاهد بدون تنش میزان پرولین گیاه را افـزایش داده و کلزا را در تحمـل تنش خشکی یاری می­کند. قربانی و نیاکان (2005) دلایل تجمع پرولین در شرایط تنش را به تخریب پروتئین ها و انباشت برخی اسیدهای آمینه آزاد در جهت تنظیم اسمزی نسبت داده اند. تجمع املاح سازگار در شرایط تنش با توجه به وجود نیتروژن در ساختار آنها موجب تحمیل هزینه کربن و نیتروژن به گیاه می­شود، از این رو استفاه از باکتری های محرک های رشد با توانایی تأمین نیتروژن تاحد زیادی موجب افزایش مقدار املاح سازگار به ویژه پرولین در گیاه شده و با تنظیم اسمزی نهایتا کاهش اثرات تنش را سبب می شود (سولیمان و همکاران 2011).

 

 

جدول 5-مقایسه میانگین محتوای کلروفیل وپرولین ارقام کلزا تلقیح نشده و تلقیح شده با باکتری

Enterobacter S16-3 تحت تنش خشکی

باکتری

سطوح تنش

کلروفیل کل (mg.g-1 FW)

پرولین ریشه

 (mol.g-1 FWµ)

پرولین برگ

(mol.g-1 FWµ)

عدم تلقیح

شاهد

277/2d

086/12b

161/2d

تنش متوسط

564/2cd

872/10b

253/16cd

تنش شدید

283/2d

591/15b

365/39bc

تلقیح

شاهد

711/2bc

213/89ab

808/5d

تنش متوسط

034/3ab

346/76ab

446/43b

تنش شدید

330/3a

388/119a

517/105a

میانگین های دارای حروف مشترک در هر ستون ها فاقد اختلاف معنی دار در سطح احتمال پنج درصد می باشند

 

 

نتیجه گیری کلی

     نتایج این مطالعه نشان داد که پارمترهای رشدی وفیزیولوژیکی مورد بررسی در ارقام کلزا تحت تأثیر سطوح مختلف تنش خشکی قرار گرفتند، بعلاوه این صفات در بین ارقام مورد مطالعه نیز اختلاف معنی داری داشتند. رقم Hyola308 با کمترین میزان تغییر متحمل­ترین و رقم Sarigol بعنوان رقم حساس نسبی معرفی شدند. به نظر می­رسد که تنش خشکی با افزایش تبخیر و تعرق، کاهش پتانسیل اسمزی، تغییر در انتقال فرآورده های فتوسنتزی و کاهش رشد سبب کاهش سطح سبز، ارتفاع، کلروفیل، وزن خشک اندام های هوایی و زمینی و همچنین محتوای نسبی آب برگ و در نهایت عملکرد بیولوژیک ارقام کلزا شده است و تلقیح با باکتری  Enterobacter S16-3اثرات سوء این تنش را از طریق افزایش جذب عناصر، کاهش سطوح اتیلن، تولید فیتو هورمون های محرک رشد ریشه و ترغیب تولید متابولیت های سازگار مانند پرولین و به دنبال آن افزایش بیوماس بهبود داده است. به نظر می رسد که این سویه از باکتری Enterobacter با توانایی تأمین عناصر به ویژه فسفر و  از طریق گسترش ریشه ها، ارتفاع گیاه، افزایش زیست توده و تعدیل اثرات تنش موجب افزایش توان گیاه در مقاومت به خشکی شده است. همچنین تلقیح با باکتری آستانه تحمل به تنش خشکی را در کلیه ارقام کلزا به ویژه در رقم Hyola308 افزایش داده است. در مجموع در این پژوهش استفاده از باکتری محرک رشد Enterobacter S16-3 تحمل بیشتر گیاه کلزا و در نتیجه افزایش عملکرد را در شرایط گلخانه ای به دنبال داشت و با عطف به این مهم که امروزه هدف، تولید محصول بر اساس اصول کشاورزی پایدار است لذا برای تعمیم نتایج حاصل به طبیعت آزمایشات تکمیلی در شرایط مزرعه توصیه می شود.

 

سپاسگزاری

    بدینوسیله از حمایت دانشگاه تبریز و دانشکده کشاورزی جهت اجرای این پروژه قدردانی می­گردد.

 

 

[1]  Plant growth-promoting rhizobacteria

[2]  Relative water content

References

Akhondi M, Safarnejad A and Lahoti M, 2006. Effects of drought stress on proline accumulation and changes in elements of Yazdi, Nikshahri and Renger alfalfa (Medicago sativa L.). Sciences and Technology of Agriculture and Natural Resources, 10: 165-174.
Anjum SA, Ashraf U, Zohaib A, Tanveer M, Naeem M, Ali I, Tabassum T and Nazir U, 2017. Growth and development responses of crop plants under drought stress: a review. Zemdirbyste, 104(3): 267-276.
Arzansh MH, Benny Aghil N, Ghorbanly ML and Shahbazi M, 2012. Effect of plant growth promoting rhizobacteria on growth parameters and levels of micronutrient on rapeseed cultivars under salinity stress. Electronic Journal of Soil Management and Sustainable Production, 2(2): 153-163.
Arvin P, Vafa bakhsh J and Mazaheri D, 2018. Study of plant growth promoting rhizobacteria (PGPR) and drought on physiological traits and ultimate yield of cultivars of oilseed rape (Brassica spp. L.). Journal of Agroecology, 9(4): 1208-1226.
Asch F, Dingkuhn M, Dörffling K and Miezan K, 2000. Leaf K/Na ratio predicts salinity induced yield loss in irrigated rice. Euphytica, 113: 109-118.
Ashraf M and Ahmad S, 2000. Influence of sodium chloride on ion accumulation, yield components and fiber characteristics in drought stress of cotton (Gossypium hirsutum L.). Field Crops Research, 66: 115-127.
Ashraf M and McNeilly T, 2004. Salinity Tolerance in Brassica Oilseeds. Critical Reviews in Plant Sciences, 23: 157-174.
Atanasova E, 2008. Effect of nitrogen sources on the nitrogenous forms and accumulation of amino acid in head cabbage. Plant Soil and Environment, 54: 66-71.
Bacilio M, Rodriguez H, Moreno M, Hernandez JP and Bashan. Y. 2004. Mitigation of salt stress in wheat seedlings by a gfp-tagged Azospirillum lipoferum. Biology and fertility of soils, 40: 188-193.
Bandeh-hagh A, Toorchi M, Mohammadi A, Chaparzadeh N, Salekdeh GH and Kazemnia H, 2008. Growth and osmotic adjustment of canola genotypes in response to salinity. Journal of Food, Agriculture and Environment, 6: 201-208.
Barnawal D, Bharti N, Pandey SS, Pandey A, Chanotiya CS and Kalra A, 2017. Plant growth-promoting rhizobacteria enhance wheat salt and drought stress tolerance by altering endogenous phytohormone levels and TaCTR1/TaDREB2 expression. Physiologia Plantarum, 161(4): 502-514.
Bates LS, Walderen RD and Taere ID, 1973. Rapid determination of free proline for water stress studies. Plant and Soil, 39: 205-207.
Bhardwaj D, Ansari MW, Sahoo RK and Tuteja N, 2014. Biofertilizers function as key player in sustainable agriculture by improving soil fertility, plant tolerance and crop productivity. Microbial Cell Factories, 13: 66.
Bhattacharyya PN and Jha DK, 2012. Plant growth-promoting rhizobacteria (PGPR): emergence in agriculture. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 28: 1327-1350.
Bibi N, Hameed A, Ali H, Iqbal N and Alam SS, 2009. Water stress induced variations in protein profiles of germinating cotyledons from seedlings of chickpeas genotypes. Pakistan Journal of Botany, 41: 731-736.
Breusegem FV, Vranova E, Dat JF and Inze D, 2001. The role of active oxygen species in plant signal transduction. Plant Science, 161: 405- 414.
Bybordi A, Tabatabaei SJ and Ahmade A, 2010. Effect of drought on the growth and peroxidase and IAA oxidase activities in canola. Journal of Food, Agriculture and Environment, 8: 109-112.
Chabaud M, Boisson-dernier A, Zhang J, Taylor CG, Yu O and Barker DG, 2006. Agrobacterium rhizogenes-mediated root transformation. Pp. 1-8. In: Mathesius U, Journet EP and Sumner LW (eds). The Medicago Truncatula Handbook. The Samuel Roberts Noble Foundation.
Dien DC, Mochizuki T and Yamakawa T, 2019. Effect of various drought stresses and subsequent recovery on proline, total soluble sugar and starch metabolisms in Rice (Oryza sativa L.) varieties. Plant Production Science, 22(4): 530-545.
Dimkpa CO, Merten D, Svatoš A, Büchel G and Kothe E, 2009. Metal-induced oxidative stress impacting plant growth in contaminated soil is alleviated by microbial siderophores. Soil Biology and Biochemistry, 41: 154-162.
Egert M and Tevini M, 2002. Influence of drought on some physiological parameters symptomatic for oxidative stress in leaves of chives (Allium choenoprasum). Environmental and Experimental Botany, 48: 43-49.
Fanaei HR, Galavi M, Kafi M and Bonjar AG, 2009. Amelioration of water stress by potassium fertilizer in two oilseed species. International Journal of Plant Production, 3: 41-54.
Fischer RA and Wood JT, 1979. Drought resistance in spring wheat cultivars. III. Yield associations with morpho-physiological traits. Australian Journal of Agricultural Research, 30: 1001-1020.
Ghorbanli M and Niakan M, 2005. Study the effect of drought stress on soluble sugars, protein, proline, phenol compounds and reductase enzyme activity in soybean plants cv. Gorgan 3. Journal of Science Kharazmi University. 18(56): 537-550.
Glick BR, 2005. Modalation of plant ethylene levels by the bacterial enzyme ACC deaminase. FEMS Microbiology Letters, 251: 1-7.
Gogorcena Y, Iturbeormaetxe I, Escuredo PR and Becana M, 1995. Antioxidant defenses against activated oxygen in pea nodules subjected to water stress. Plant Physiology, 108: 753-759.
Han HS and Lee KD, 2005. Plant growth promoting rhizobacteria. Effect on antioxidant status, photosynthesis, mineral uptake and growth of lettuce under soil salinity. Research Journal of Agriculture and Biological Sciences, 1: 210-215.
Harding VJ and MacLean RM, 1916. A colorimetric method for the estimation of amino acid alpha nitrogen. Journal of Biological Chemistry, 24: 503-515.
Hare PD, Cress WA and Staden JV, 2002. Disruptive effects of exogenous proline on chloroplast and mitochondrial ultrastructure in Arabidopsis leaves. South African Journal of Botany, 68: 393-396.
He P, Osaki M, Takebe M, Shinano T and Wasaki J, 2005. Endogenous hormones and expression of senescence related genes in different senescent types of maize. Journal of Experimental Botany, 56: 1117-1128.
Heidari F, Bandehagh A, Farajzadeh D, Kazemi Oskuei B and Motie Noparvar P, 2015. Response of spring canola (Brassica napus L.) cultivars inoculated with P. fluorescens FY 32 to drought stress. Crop Research, 50: 55-62.
Hieng B, Ugrinoviè K, Sustar-Vozliè J and Kidriè M, 2004. Different classes of proteases are involved in the response to drought of Phaseolus vulgaris L. cultivars differing in sensitivity. Journal of Plant Physiology, 161: 519-530.
Hoekstra FA and Buitink j, 2001. Mechanisms of plant dessication tolerance. Trends in Plant Science, 8(9): 431-438.
Hu H and Xiong L, 2014. Genetic engineering and breeding of drought-resistant crops. Annual Review of Plant Biology, 65: 715-741.
Hussain HA, Hussain S, Khaliq A, Ashraf U, Anjum SA, Men S and Wang L, 2018. Chilling and drought stresses in crop plants: implications, cross talk, and potential management opportunities. Frontiers in Plant Science, 9: 393.
Irigoyen JJ, Emerich DW and Sánchez‐Díaz M, 1992. Water stress induced changes in concentrations of proline and total soluble sugars in nodulated alfalfa (Medicago sativa) plants. Physiologia Plantarum, 84: 55-60.
Jaleel CA,  Manivannan P, Wahid A,  Farooq M, Al Juburi HJ, Somasundaram R and Panneerselvam R, 2009. Drought stress in plants: a review on morphological characteristics and pigments composition. International Journal of Agriculture and Biology, 11: 100-105.
Jalili F, Khavazy K and Asadi Rahmani E, 2011. Effects of Fluorescent Pseudomonads with ACC deaminase activity on growth characteristics of canola (Brassica napus L.) under salinity condition. Water and Soil Science, 2: 188-175. (In Persian)
Jing YD, He ZL and Yang XE, 2007. Role of soil rhizobacteria in phytoremediation of heavy metal contaminated soils. Journal of Zheijang University Science, B. 8(3): 192-207.
Kafi M, Nezami A, Hosaini H and Masomi A, 2005. Physiological effects of drought stress by polyethylene glycol on germination of lentil (Lens culinaris Medik.) genotypes. Iranian Journal of Field Crops Research, 3: 69-80. (In Persian)
Kalefetoglu Macar T, Turan O and Ekmekci Y, 2009. Effect of water deficit induced by PEG and NaCl on chickpea (Cicer arientinum L.) cultivar and lines at early seedling stage. Gazi University Journal of Science, 22(1): 5-14.
Kapulnik Y, Okon Y and Henis Y, 1985. Changes in root morphology of wheat caused by Azospirillum inoculation. Canadian Journal of Microbiology, 31: 881-887.
Kasim WA, Osman ME, Omar MN, El-Daim IAA, Bejai S and Meijer J, 2013. Control of drought stress in wheat using plant-growth-promoting bacteria. Journal of Plant Growth Regulation, 32: 122-130.
Kaya C, Higgs D and Kirank H, 2001. The effects of hight salinity (NaCl) and supplementary phosphorus and potassium on physiology and nutrintion development of spinach. Bulgarian Journal of Plant Physiology, 27: 47-59.
Kazemi Oskuei B, Bandehagh A, Sarikhani MR and Komatsu S, 2018. Protein profiles underlying the effect of plant growth-promoting rhizobacteria on canola under osmotic stress. Journal of Plant Growth Regulation, 37: 560-574.
Khan A, Arshad M and Zahir ZA, 2007. Growth and yield response of wheat cultivars to inoculation with auxin producing plant growth promoting rhizobacteria. Pakistan Journal of Botany, 35: 483-49.
Khan N, Bano A, Rahman MA, Guo J, Kang Z and Babar MA, 2019. Comparative physiological and metabolic analysis reveals a complex mechanism involved in drought tolerance in chickpea (Cicer arietinum L.) induced by PGPR and PGRs. Scientific Reports, 9(1): 2097.
Kochert G, 1978. Carbohydrate determination by the phenol sulfuric acid method. Pp. 96-97. In: Helebust JA and Craig JS (eds). Handbook of Physiological Methods. Cambridge University Press.
Kohler J, Caravaca F, and Roldàn A, 2010. An AM fungus and a PGPR intensify the adverse effects of salinity on the stability of rhizosphere soil aggregates of Lactuca sativa. Soil Biology and Biochemistry, 42: 429-434.
Kron AR, Souzan GM and Ribeiro RV, 2008. Water deficiency at different development stage of Glycine max improves drought tolerance. Brookhaven Symposium in Biology, 67: 43-49.
Mafakheri A, Siosemardeh A, Bahramnejad B, Struik PC and Sohrabi E, 2010. Effect of drought stress on yield, proline and chlorophyll contents in three chickpea cultivars. Australian Journal of Crop Science, 4(8): 580-585.
Mackinney G, 1941. Absorption of light by chlorophyll solutions. Journal of Biological Chemistry, 140: 315-22.
Malekshahi F, Dehghani H and Alizadeh B, 2009. A study of drought tolerance indices in Canola (Brassica napus L.) genotypes. Journal of Science and Technology of Agriculture and Natural Resources, 13: 77-90.
Manivannan P, Jaleel CA, Sankar B, Kishurekumar A, Somasundaram R, Lakshmanan GM and Panneerselvam R, 2007. Growth, biochemical modifications and proline metabolism in Helianthus annuus L. as induced by drought stress. Colloids and Surfaces B: Biointerfaces, 59: 141-149.
Mayak S, Tirosh T and Glick B, 2004. Plant growth-promoting bacteria confer resistance in tomato plants to salt stress. Plant Physiology, 42: 565-572.
Mensah JK, Obadoni BO, Eruotor PG and Onome-Irieguna F, 2006. Simulated flooding and drought effects on germination, growth and yield parameters of sesame (Sesamum indicum L.). African Journal of Biology, 5: 1249-1253.
Michel BE and Kaufmann MR, 1973. The osmotic potential of polyethylene glycol 6000. Plant Physiology, 51: 914-916.
Molnar I, Gaspar L, Stehi L, Dulai E, Sarvari I, Galiba G and Molnarlong M, 2002. The effects of drought stress on the photosynthetic processes of wheat and Aegilops Binucialis genotypes originating from various habitates. Acta Biologica Szegediensis, 46(3): 115-116.
Montañez A, Abreu C, Gill PR, Hardarson G, Siracdi M, 2009. Biological nitrogen fixation in maize (Zea mays L.) by 15N isotope-dilution and identification of associated culturable diazotrophs. Biology and Fertility of Soils, 45: 253-263.
Munns R, 1993. Physiological processes limiting plant growth in saline soil: some dogmas and hypotheses. Plant, Cell and Environment, 16: 15-24.
Parvin S, Javadi T and Ghaderi N, 2015. Proline, protein, RWC and MSI contents affected by Paclobutrazol and water deficit treatments in strawberry cv. Paros. Cercetari Agronomice in Moldova, 48(1): 107-114.
Pang XM, Zhang ZY, Wen XP, Ban Y and Moriguchi T, 2007. Polyamines, all-purpose players in response to environmental stresses in plants. Plant Stress. 1(2): 173-188.
Penrose DM and Glick BR, 2003. Methods for isolating and characterizing ACC deaminase-containing plant growth-promoting rhizobacteria. Physiologia Plantarum, 118(1): 10-15.
Ramanjulu S and Sudhakar C, 1997. Drought tolerance is partly related to amino acid accumulation and ammonia assimilation: A comparative study in two mulberry genotypes differing in drought sensitivity. Journal of Plant Physiology,  150(3): 345-350.
Rejeb KB, Abdelly C and Savouré A, 2014. How reactive oxygen species and proline face stress together. Plant Physiology and Biochemistry, 80: 278-284.
Rezaei M and Nahvi M, 2007. Effect of different irrigation management methods on water use efficiency and rice yield. Agriculture Science, 1: 15-25.
Rodrı´guez-Dı´az M, Bele´n RG, Clementina PC, Maria Victoria M and Jesu´s G, 2008. A review on the taxonomy and possible screening traits of plant growth promoting rhizobacteria. In: Iqbal A, John P and Shamsul H (eds). Plant-bacteria interactions. Strategies and techniques to promote plant growth. WILEY-VCH Verlag GmbH and Co. KGaA, Weinheim.
Rosa M, Prado C, Podazza G, Interdonato R, González JA, Hilal M and Prado FE, 2009. Soluble sugars--metabolism, sensing and abiotic stress: a complex network in the life of plants. Plant signaling and behavior, 4(5): 388-393.
Safarnejad A, 2004. Characterization of somaclones of alfalfa (Medicago sativa L.) for drought tolerance. Journal of Agriculture Science and Technology, 6: 121-127.
Sandhya VD, Ali SZ, Grover M, Reddy G and Venkateswarlu B, 2009. Alleviation of drought stress effects in sunflower seedlings by the exopolysaccharides producing Pseudomonas putida strain GAP-P45. Biology and Fertility of Soils. 46: 17-26.
Sandhya VD, Ali SZ, Grover M, Reddy G and Venkateswarlu B, 2010. Effect of plant growth promoting Pseudomonas spp. on compatible solutes, antioxidant status and plant growth of maize under drought stress. Plant Growth Regulation. 62: 21-30.
Sangtarash MH, Qaderi MM, Chinnappa CC and Reid DM, 2009. Differential sensitivity of canola (Brassica napus) seedlings to ultraviolet-B radiation, water stress and abscisic acid. Environmental and Experimental Botany. 66(2): 212-219.
Sarikhani MR, Ebrahimi M, Oustan S, Aliasgharzad N and Madani O, 2016. Isolation of potassium releasing bacteria from soil and assessment of its ability in potassium nutrition of tomato. Proceedings of 2nd international conference on integrated environmental management for sustainable development. Sousse, Tunisia. Pp. 235-251.
Schutz M and Fangmeir E, 2001. Growth and yield responses of spring wheat (Triticum aestivum L. cv. Minaret) to elevated CO2 and water limitation. Environmental Pollution, 114: 187-194.
Shirani-rad AH and Abbasian A, 2011. Evaluation of drought tolerance in rapeseed genotypes under non stress and drought stress conditions. Notulae Botanicae Horti Agrobotanici Cluj-Napoca. 39: 164-171.
Shoresh M and Harman GE, 2008. The molecular basis of shoot responses of maize seedlings to Trichoderma harzianum T22 inoculation of the root: a proteomic approach. Plant Physiology. 147: 2147-2163.
Siddique  MRB, Hamid A and Islam MS, 2000. Drought stress effects on water relations of wheat. Botanical Bulletin of Academia Sinica, 41: 35–39.
Soliman AS, Shanan NT, Massoud ON and Swelim DM, 2011. Improving salinity tolerance of Acacia saligna (Labill.) Plant by Arbuscular mycorrhizal fungi and Rhizobium inoculation. African Journal of Biotechnology, 11: 1259-1266.
Swedrzynska D and Sawicka A, 2000. Effect of inoculation with Azospirillum brasilense on development and yielding of maize (Zea mays ssp. saccharata L.) under different cultivation conditions. Polish Journal of Environmental Studies, 9(6): 505-509.
Tarumingkeng RC and Coto Z, 2003. Effects of drought stress on growth and yield of soybean. Kisman, Science Philosopy. Pp. 702. Term paper, Graduate School, Borgor Agricultural University.
Valverde A, Burgos A, Fiscella T, Rivas R, Velazquez E, Rodrguez-Barrueco C, Cervantes E, Chamber M and Igual JM, 2006. Differential effects of coinoculations with Pseudomonas Jessenii PS06 and Mesorhizobium cicer C-2/2 strains on the growth and seed yield of chickpea under greenhouse and field conditions. Plant and Soil, 278: 43-50.
Vardharajula S, Zulfikar Ali S, Grover M, Reddy G and Bandi, 2011. Drought-tolerant plant growth promoting Bacillus spp.: effect on growth, osmolytes, and antioxidant status of maize under drought stress. Journal of Plant Interactions, 6(1): 1-14.
Williamson CL and Slocum RD, 1992. Molecular cloning and evidence for osmoregulation of the D1-pyrroline-5-carboxylate reductase (proC) gene in pea (Pisum satium L.). Plant Physiology, 100: 1464-1470.
Yuncai H and Schmidhalter U, 2005. Drought and salinity: A comparison of the effects of drought and salinity. Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 168, 541-549.
Zabihi HR, Savaghebi GH, Khavazi K and Ganjali A, 2009. Effect of application of Pseudomonas Fluorescents on yield and yield components of wheat under different soil salinity levels. Agricultural Sciences and Technology, 23(1): 199-208. (In Persian)
Zahir ZA, Arshad M and Frankenberger W, 2004. Plant growth promoting rhizobacteria: application and perspectives in agriculture. Advances in Agronomy, 81: 97-168.
 
 
JOURNAL OF AGRICULTURAL SCIENCE AND SUSTAINABLE PRODUCTION
Volume 31, Issue 4
January 2021
Pages 49-65

Files

Share

How to cite

Statistics