Isolation and identification of halophilic bacteria from saline soils and their effect on salinity tolerance at wheat seedling stage

Document Type : Research Paper

Authors

University of Tabriz

Abstract

This study was performed to find halophilic bacteria that have the ability to increase salinity resistance in wheat seedlings, so that any type of wheat cultivar can be grown in saline areas by inoculation with these bacteria without the need for genetic manipulation.
A number of highly saline farm soils from several areas around Tabriz and Urmia Lake were screened to isolate bacterial isolates. A total of six highly halophilic isolates were isolated for the study. The effect of bacteria on salinity tolerance in wheat was determined as a factorial of two factors (salinity and bacteria) based on a randomized complete block design with three replications. The effect of six bacterial isolates at three high concentrations of salt (NaCl) (0.5, 1 and 1.5%) on wheat seed growth under standard laboratory conditions for four weeks was evaluated. Two bacterial isolates that had the best performance - in most growth indices such as fresh and dry size and weight of roots and stems - were selected and their effect was assayed under greenhouse conditions. Finally, the best bacteria in terms of function were selected and identified by molecular methods
From the six highly halophilic bacterial isolates, two bacteria were selected for greenhouse studies, one of which, caused a 50% increase in most growth factors, was selected for identification. Molecular identification based on barcoding 16S rDNA region showed that this bacterium belongs to Oceanbacillus picturae with 99% probability.
This is the first report of the presence of Oceanbacillus picturae in the soils of

Keywords


 

 

مقدمه

    تنش‌های غیرزیستی مهم‏ترین عوامل محیطی هستند که با تاثیر بر فرآیندهای مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی و مولکولی نقش مهمی در تعیین پتانسیل عملکرد و تولید گیاهان دارند (پساراکلی 2014، توته‏جا و ژیل 2012). شوری بعد از خشکی، مهم‏ترین و گسترده‏ترین مشکل کشاورزی در اکثر مناطق دنیا به‌خصوص خشک و نیمه خشک جهان محسوب می­شود و کشور ایران با داشتن بین 23 الی 34 میلیون هکتار زمین شور، بعد از روسیه، چین، هندوستان و پاکستان، دارای بیشترین سطح خاک­های شور در آسیا می‏باشد (جعفری 2013). از نظر میزان حساسیت به شوری زیاد خاک، گیاه گندم با نام علمی (Triticum aestivum L.) بخصوص در مرحله رویشی از جمله گیاهان حساس محسوب می‏گردد؛ به همین دلیل شناسایی و ایجاد راه حل­های مناسب برای رشد این گیاه در مناطق شور اهمیت فراوان دارد. تنش شوری نه تنها باعث تفاوت معنی‏داری در ارتفاع بوته، وزن تر و خشک اندام هوایی، وزن تر و خشک ریشه و زیست توده کل و تعداد گره در گیاهان زراعی می­شود، بلکه باعث افزایش حساسیت گیاهان به انواع آفات و بیماری‏ها نیز می گردد (کوک و وسس 1991).

     گیاه گندم خود به طور طبیعی راهکارهای متفاوتی برای مقابل با شوری کم دارد که با مطالعه و شناخت آن‏ها و افزایش مصنوعی آن‏ها، می‏توان توان طبیعی گیاه گندم را برای مقابله با شوری افزایش داد. یکی از مکانیسم های طبیعی گیاه گندم برای مقابله به تنش‏های محیطی (خشکی و شوری) و بیولوژیک (آفات و بیماری‏ها) ایجاد همزیستی درونی (Endophyte) با میکروارگانیسم‏های مختلف و استفاده از توان ذاتی این همیاران در مقابله به شرایط سخت می‏باشد (دیمکپا و همکاران 2009). باکتری‏های هم‏زیست و اندوفیت با تولید انواع مختلفی از متابولیت‏ها –نظیر هورمون‏های گیاهی، سیدرفور و ...- می‏توانند قدرت تحمل گیاه به تنش‏های زیستی و غیرزیستی را افزایش دهند، لذا جستجو و یافتن چنین میکروارگانیسم‏های در اولویت تحقیقاتی موسسات کشاورزی قرار دارد (وایشناو و همکاران 2019، لودویکاکس و همکاران 2020، دویرس و همکاران 2020).  یکی از شایع‏ترین تنش‏ها، تنش ناشی از شوری خاک است، املاح و عناصر مختلفی در خاک ممکن است باعث بالا رفتن درجه شوری خاک و به تبع آن باعث ایجاد مشکلات مختلف برای گیاهان در جذب آب و املاح گردند. یکی از فراوان‌ترین املاح ناشی از شوری کلرید سدیم (NaCl) می باشد که در خاکهای منطقه به فراوانی و در درصدهای بالا یافت می شود. با توجه به اینکه گیاه گندم یک محصول استراتژیک برای ایران محسوب شده و خود کفایی در تولید آن از اهداف عمده‏ی کشور می‏باشد؛ لذا یافتن روش‏های نوینی که بتوانند برای کاهش حساسیت گندم به شوری زیاد خاک ناشی از کلرید سدیم استفاده گردند از توصیه شده ترین اقدامات و تلاش های وزارت کشاورزی می‏باشد.

 

 

مواد و روش­ها

     برای جمع‏آوری باکتری‏های شورپسند نمونه‏های مختلف خاک از عمق 5 تا30 سانتی متری خاک از مناطق بسیار شور اطراف تبریز (جاده اهر) و خاک‏های اطراف دریاچه ارومیه  (جزیره اسلامی) در تابستان سال 1398 جمع‏آوری گردید. این خاک‏ها عموماً بایر و فاقد زراعت خاصی بوده و فقط پوشش تنک علف‏های هرز داشتند. هدایت الکتریکی (EC) همه ی نمونه های خاک‏ جمع‏آوری شده بالای dS/m 25 بود و وجود غلظت‏های بالایی از کلرید سدیم در این خاک‏ها توسط آزمایشگاه خاک دانشکده کشاورزی دانشگاه تبریز تایید شده بود. نمونه‏های خاک در داخل کیسه‏های نایلونی بلافاصله به آزمایشگاه باکتری‏شناسی دانشگاه تبریز انتقال یافتند و در دمای 4 درجه ی سانتی گراد در داخل یخچال نگهداری شدند. به منظور جداسازی باکتری­های موجود در خاک، از روش کشت مستقیم (رقیق سازی) استفاده شد. نمونه‏های خاک با بهره‏گیری از روش سری­های رقت تا غلظت 8-10 رقیق سازی و سپس در محیط کشت آماده نوترینت آگار(NA) حاوی 15 درصد نمک (NaCl) (شرایط شوری بسیار بالا) کشت داده شدند (شاد و همکاران 2001) بعد از چند روز مهلت دادن به باکتری‏ها برای رشد، کلونی‏های متفاوت مشاهده شده داخل پتری، انتخاب شده و در داخل محیط کشت نوترینت آگار حاوی 10 درصد نمک به صورت خطی کشت داده شدند. پس از رشد، تک کلونی‏ها مجددا به محیط کشت جدید که همان نوترینت آگار حاوی  10 درصد نمک بود، منتقل شدند و برای رشد و تکثیر در انکوباتور( با دمای  26 الی 27 سانتی گراد) قرار داده شدند. باکتری‏های شورپسند رشد کرده از محیط جداسازی و کشت خالص سازی گردیده و در داخل گلیسرول (به منظور نگهداری ظولانی مدت) در دمای منفی 20 درجه تا زمان انجام آزمایشات اصلی نگهداری شدند.

 

 

 

شکل 1- نواحی نمونه برداری شده از خاک برای جمع‏آوری باکتری‏های شورپسند

 

 

    

 

برای آزمایش توان باکتری‏های جمع‏آوری شده در افزایش تحمل به شوری در گندم؛ ابتدا بذرهای گندم رقم امید (بعنوان متداول ترین رقم گندم در شمال‏غرب ایران و حساس به شوری) در آب مقطر خیسانده و ابتدا با سم بنومیل در غلظت دو در هزار و سپس با الکل 95% و محلول هیپوکلریت سدیم هر کدام به مدت 5 دقیقه ضدعفونی سطحی شدند. سه سطح شوری (نیم، یک و 5/1 درصد نمک (NaCl)) برای آزمایش انتخاب گردید (مایاک و همکاران 2004). در داخل جعبه‏های پلاستیکی (30×15×15 سانتی متری) استریل مفروش با کاغذ صافی، تعداد 50 عدد از بذر (بعنوان یک تکرار از یک تیمار) قرار داده شد. سپس به هر ظرف به میزان 10 میلی‏لیتر از سوسپانسیون هر جدایه باکتریایی به غلظت 106 سلول در میلی لیتر اضافه، پس 15 ساعت و اطمینان از خیس شدگی کامل بذور با باکتریها (اطمینان از آغشتگی بذر با باکتری) ظروف با سه سطح آب شور آبیاری و در شرایط استریل در دمای 25 درجه نگهداری شد. برای تهیه غلظت‏های مناسب باکتری از دستگاه اسپکتروفتومتر (مدل UV​-3600 Plus) در طول موج 650 نانومتر استفاده گردید (شاد و همکاران 2001). به منظور جلوگیری از خشک شدن سطح کاغذ صافی داخل ظروف پلاستیکی، هر روز دوبار اندکی آب مقطر به تیمارهای های شوری تهیه شده اضافه گردید. بذرها به مدت چهار هفته در داخل ظروف، روند رشدی خود را طی کردند. پس از پایان دو هفته اندازه گیری­هایی از طول ساقه چه و ریشه چه (بلند ترین ساقه چه به عنوان ساقه چی اصلی و میانگین اندازه سه ریشه چه ی بلند به عنوان معیار اندازه گیری در نظر گرفته شد) و همچنین وزن تر و خشک ساقه چه و ریشه چه ی بذور رشد یافته صورت گرفت. آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی پیاده و مقایسه میانگین تیمارها به روش دانکن انجام شد.

     به منظور بررسی گلخانه ای توان باکتری­ها برای القای مقاومت به شوری - بر اساس نتایج آزمایشگاهی - از بین شش جدایه استفاده شده، تنها دو جدایه باکتریایی که در آزمایشگاه توان القای مقاومت به شوری خوبی از خود نشان داده بودند  برای بررسی گلخانه‏ای انتخاب گردیدند. آزمایش در گلخانه تحقیقاتی گروه گیاه پزشکی دانشگاه تبریز انجام گرفت. مراحل تهیه تیمارها در گلخانه نیز مانند کار در آزمایشگاه بود، با این تفاوت که در گلخانه برای اطمینان از آغشته شدن کامل بذور گندم به جدایه‏های باکتری، بذور به مدت 30 دقیقه قبل از کاشت در گلدانها، در داخل سوسپانسیون باکتریایی قرار گرفتند. در بررسی گلخانه ای نیز آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح کاملا تصادفی در سه تکرار و مقایسه میانگین تیمارها به روش دانکن انجام شد. جدایه ی باکتریای که بطور معنی داری در فاکتورهای مختلف رشدی گیاه گندم تحت شوری باعث افزایش شده بود انتخاب و برای شناسایی مورد آزمون های بیوشیمیایی و مولکولی قرار گرفت.

     برای شناسایی جدایه­ی باکتریایی منتخب از آغازگرهای عمومی 8F و 1492R استفاده شد. این جفت آغازگرهای عمومی برای تشخیص باکتری­ها بر اساس جایگاه هدف  ناحیه 16S rDNA طراحی شده بودند (شاد و همکاران 2001).  بدین‎ منظور، تکثیر ناحیه کدکننده 16S rRNA در حجم نهایی 30 میکرولیتر و با برنامه واسرشت‎سازی اولیه در 95 درجه سلسیوس به‎مدت 5 دقیقه در یک تکرار، برنامه واسرشت‎سازی در 94 درجه سلسیوس به‎مدت 50 ثانیه، اتصال آغازگرها در 52 درجه سلسیوس به‎مدت 1 دقیقه و بسط در 72 درجه سلسیوس به‎مدت 1 دقیقه و 45 ثانیه در 35 تکرار و سرانجام مرحله بسط نهایی در 72 درجه سلسیوس به‎مدت 5 دقیقه در یک تکرار انجام گردید (اینترا و همکاران 2011). قطعه 1400 جفت بازی حاصل از جفت آغازگرهای 8F & 1492R جهت شناسایی و توالی­یابی به شرکت دانش بنیان توپاز ژن کاوش فرستاده شد. نتایج حاصل از توالی یابی در وب سایت NCBI بارگذاری شده و با داده­های توالی نوکلئوتیدی موجود در بانک ژن مقایسه شدند. با کمک نرم افزار Mega-X  درختچه فیلوژنتیک ترسیم شد و موقعیت فیلوژنتیک و هویت گونه­ ی مورد نظر از طریق مقایسه با توالی جدایه­های مرجع تایید گردید.

 

نتایج و بحث

     در کل 42 جدایه باکتریایی که از لحاظ شکل و ظاهر کلونی متفاوت بودند و قادر به رشد در محیط کشت شور (15% نمک) بودند از خاک‏های مورد بررسی جداسازی و خالص سازی گردید. در غربال اولیه از بین این جدایه های باکتریایی جمع‏آوری شده، فقط شش جدایه باکتریایی که تغییر مثبت در یکی از فاکتورهای رشدی گیاهچه گندم ایجاد کردند انتخاب و مابقی بعلت بی تاثیر بودن یا تاثیر منفی در رشد از ادامه بررسی حذف گردید. این شش جدایه که نسبت به شاهد بطور معنی‏داری در حداقل یکی از شاخص‏های رشدی باعث بهبود رشد گیاه گندم گردیده بودند نگهداری و با همدیگر مورد مقایسه قرار گرفتند. نتایج آماری حاصل از بررسی تحمل بذر امید به درصدهای شوری در حضور باکتری‏های منتخب مطابق جدول 1 می‏باشد. جدول تجزیه واریانس که بر اساس مقایسه دانکن صورت گرفت، نشان می­دهد که باکتری­ها­ی شور پسند جمع آوری شده اثر معنی داری در میزان رشد بذر امید داشتند (شکل2 و 3) (جدول 1).

 

جدول1- تجزیه واریانس صفات مورد مطالعه در شرایط آزمایشگاهی

                                                                                     مجموع مربعات

منابع تغییر

درجات آزادی

طول

ساقه چه

طول

ریشه چه

وزن تر

ساقه چه

وزن خشک

ساقه چه

وزن تر

ریشه چه

وزن خشک ریشه چه

تکرار

2

ns 155/20

ns 964/19

**002/0

**0001/0

**000014/0

**001/0

شوری

3

**044/120

**270/389

**006/0

**000029/0

**000045/0

**004/0

باکتری

6

**464/114

**187/458

**002/0

**0000094/0

**000035/0

**003/0

شوری×باکتری

18

**358/55

**742/109

**001/0

**000026/0

**0000081/0

**001/0

خطا

54

834/7

834/7

000012/0

00000017/0

00000013/0

000011/0

ns،* و **: به ترتیب بیانگر عدم اختلاف معنی دار و اختلاف معنی دار در سطوح احتمال پنج و یک درصد می­باشند.

 

 

 

 

    در تحقیق حاضر شش جدایه‏ی باکتریایی جداسازی شده در شرایط آزمایشگاهی به بذور گندم رقم امید تلقیح شدند، از میان شش باکتری، جدایه‏ی باکتریایی MF15 بیشترین اثر را بر بهبود اکثر فاکتورهای رشدی (رشد طول ساقه چه و ریشه چه و نیز وزن تر و خشک ساقه چه و ریشه چه) از خود نشان داد(شکل 1 و 2).

 

 

طول ریشه چه (mm)

شکل2- میزان رشد ساقه چه بذور گندم امید در حضور شش جدایه باکتری شور پسند در سه میزان مختلف شوری

 در شرایط آزمایشگاه

 

 

وزن تر ریشه چه (Kg.plant-1)

شکل3- وزن ترریشه چه بذور گندم امید در حضور شش جدایه باکتری شورپسند در سه میزان مختلف شوری

 در شرایط آزمایشگاه

 

 

     برای تایید انتخاب باکتری‏های منتخب برای بررسی گلخانه ای و نیز گروه بندی کلی این شش باکتری منتخب در آزمایشگاه، تجزیه کالستر به روش UPGMA )متوسط فاصله ها ( با استفاده از معیار فاصله‏ی اقلیدوسی انجام گرفت. براساس این تجزیه و برش دندروگرام مربوطه، دو باکتری‏های بنام‏های شماره شش و پنج در کلاس جداگانه‏ای قرار گرفته و مابقی باکتری‏ها در یک گروه طبقه بندی شدند(شکل 4).

 

 

 

شکل4- دندروگرام تجزیه کالستر جدایه‏های باکتری درآزمایشگاه بر اساس صفات مورد مطالعه

 

 

جدول2- تجزیه واریانس صفات مورد مطالعه در گلخانه

 

 

مجموع مربعات

منابع تغییر

درجات آزادی

طول

 ساقه چه

طول

 ریشه چه

وزن تر ساقه چه

وزن خشک ساقه چه

وزن تر ریشه چه

وزن خشک ریشه چه

 

تکرار

2

**028/11255

*861/2886

**016/0

**0001/0

**000019/0

**0000043/0

 

شوری

3

ns843/746

ns63/239

**005/0

**000029/0

**000018/0

**0000011/0

 

باکتری

2

ns694/269

ns444/295

*0001/0

**0000094/0

**0001/0

**0000044/0

 

شوری*باکتری

6

ns954/501

ns852/684

**005/0

**000026/0

**000026/0

**0000012/0

 

خطا

22

361/1263

164/597

000029/0

00000017/0

00000017/0

000000012/0

 

                     

ns،* و **: به ترتیب بیانگر عدم اختلاف معنی دار و اختلاف معنی دار در سطوح احتمال پنج و یک درصد میباشند

       

    

 

وزن خشک ساقه چه (Kg.plant-1)

 

شکل5- وزن خشک ساقه چه بذور گندم  امید در حضور دو جدایه باکتری شورپسند در سه میزان مختلف شوری

در شرایط گلخانه

 

در گلخانه نیز مانند بخش آزمایشگاه، جدول تجزیه واریانس بر اساس آزمون دانکن نشان داده شده است که باکتری‏های مورد آزمایش فقط در وزن تر و خشک ساقه‏چه و ریشه‏چه معنی دار شدند (جدول 2). معنی دار شدن وزن خشک و تر در حالیکه افزایش معنا داری در طول ریشه چه و ساقه چه دیده نشد، می­تواند بیانگر این مسئله باشد که باکتری­ها بدون تاثیر در فنوتیپ و فیزیک گیاهان (طول ساقه‏چه و طول ریشه‏چه) باعث افزایش عملکرد گیاه گندم در شرایط شوری می­شوند.

      طبق جدول فوق (جدول 2)، تنها صفات دارای اختلاف معنی­دار که تحت تاثیر باکتری بودند عبارت بودند از: وزن تر و خشک ساقه‏چه و ریشه‏چه. لذا مقایسات میانگین برای این صفات در قالب شکل­های زیر ترسیم شد. در شرایط گلخانه‏ای و در داخل گلدان، باکتری شماره شش، هرچند از لحاظ آماری اثر معناداری بر رشد وزن تر ساقه‏چه نشان نداد، لیکن تا حدی باعث بهبود رشد گیاه گندم در شرایط شور شد. ولی در صفت وزن خشک ساقه‏چه، باکتری شماره شش حتی در شوری بسیار بالا (یک ونیم درصد) اثر معنا داری بر مقاومت گیاه به شوری از خود نشان داده است. (شکل5). در وزن خشک ریشه‏چه تنها در بالاترین شوری (یک و نیم درصد) افزایش معنی‏دار (ده درصد) نسبت به شاهد در اثر تلقیح با باکتری شماره شش مشاهده گردید (شکل 6).

 

 

 

شکل6- وزن خشک ریشه چه بذور گندم  امید در حضور دو جدایه باکتری شورپسند در سه میزان مختلف شوری

در شرایط گلخانه

وزن خشک ریشه چه (Kg.plant-1)

 

 

 

     بر اساس نتایج آزمایشگاهی و گلخانه‏ای جدایه شماره شش به عنوان جدایه مناسب برای القای مقاومت به شوری انتخاب و مورد شناسایی مولکولی قرار گرفت. در آزمون PCR با پرایمرعمومی 16S rDNA باند واضح 1400 نوکلئوتیدی مشاهده و برای توالی یابی به شرکت توپاز ژن ارسال گردید. هم ردیف سازی توالی حاصل با داده‏های بانک اطلاعاتی NCBI نشان داد که با اطمینان %99 جدایه منتخب به گونه Oceanobacillus picturae، تعلق داشت. بررسی روابط فیلوژنتیک توالی جدایه شماره شش و توالی های بانک اطلاعاتی با استفاده از الگوریتم تجزیه خوشه‏ای Neighbor Joining در نرم افزار Mega-X در شکل 7 آورده شده است. در گروه‏بندی این جدایه (که با کد MF15 در درخت نشان داده شده است) با توالی‏های موجود در بانک ژن نشان داده که توالی بدست آمده در این آزمایش متعلق به گونه Oceanobacillus picturae می تواند گروه بندی شود.

 

 

شکل7- درخت فیلوژنتیک توالی جدایه شماره شش با توالی های بانک اطلاعاتی NCBI با استفاده از الگوریتم

تجزیه خوشه ای Neighbor Joining با Bootstrap1000

 

 

 

     این جدایه بعد از شناسایی مولکولی مشخص شد که به احتمال زیاد (%99) یک گونه جدید برای ایران باشد که از خاک شور اطراف استان آذربایجان‏شرقی جداسازی شد. این گونه‏ی شناسایی شده برای اولین بار جهت القای مقاومت به شوری به گیاه گندم تلقیح شد. این گونه گرم مثبت، میله ای شکل، هوازی، دارای اسپور و اندوسپور، نسبتا شورپسند میباشد.pH و دمای مناسب برای رشد این گونه به ترتیب 7 و 25 درجه سانتی گراد میباشد.  

     گونه Oceanobacillus picturae از محیط‏ها و در زمان‏های مختلف توسط محققین مختلف گزارش شده است از جمله: اورهان و گلوچه در سال(2014) از خاک شور ریزوسفر گیاهان در ارزوروم (Erzurum) ترکیه این گونه را جداسازی کردند. در پژوهش انجام شده توسط اورهان علاوه بر جنس Oceanobacillus، جنس‏های Bacillus، Staphylococcus، Halobacillus، Zhihengliuella، Virgibacillus و تعدادی جنس دیگر را جداسازی کردند که همه این جنس ها تحمل به میزان نمک زیاد را داشتند، فعالیت های آنزیمی قابل توجهی را دارا بودند و باعث بهبود چرخه مواد مغذی خاک و باروری خاک شدند. سانجای و همکاران (2014) این گونه را از برگ گیاهان متحمل به شوری از گوجارات (Gujarat) واقع در هندوستان جداسازی کردند، که نتایج مثبتی در تولید آمونیاک و فعالیت فسفات محلول از خود نشان داد. روحی و همکاران در سال 2012 از معادن نمک در منطقه Karak واقع در پاکستان این گونه را گزارش کردند. باکتری‏های زیادی مشابه به این باکتری قبلاً بعنوان القا کننده مقاومت به شوری گزارش شده‏اند ولی این اولین گزارش برای توانایی این باکتری برای القای مقاومت به شوری می باشد. آگام بردیوا وهمکاران (2009) جدایه­های Pseudomonas putida, Pseudomonas extremorientalis Pseudomonas chlororaphis and Pseudomonas aurantiaca را از ریزوسفر گیاه گندم رشد کرده در خاک شور منطقه Syrdarya واقع در شمال شرق ازبکستان جداسازی کردند.  

      رامادوس و همکاران (2013) تعداد پنج جدایه باکتریایی که سه جدایه متعلق به جنس Bacillus (Bacillus pumlis, Bacillus sp, Bacillus halodenitrificans) و یک جدایه متعلق به جنس (Hallobacillus sp) Hallobacillus بود را از منطقه Jaisalmer واقع درکشورهندوستان جداسازی کردند. این باکتری ها شوری بیست درصد را به خوبی متحمل بودند. گونه‏های Hallobacillus sp و Bacillus halodenitrificans در شرایطی که این بذور تحت تنش شوری بودند، به میزان نود درصد باعث بهبود رشد ریشه و 4/17 درصد افزایش وزن خشک بذور گندم، شدند. تی واری و همکاران در سال 2011 جدایه های Bacillus pumilus، Pseudomonas mendocina، Arthrobacter sp، Halomonas sp، Nitrinicola lacisaponensis را از خاک­های ریزوسفر گندم در مناطق Mau، Ghazipur،  Balliaواقع در هندوستان جداسازی کردند. طبق نتایج  تی واری، حداکثر طول ساقه و ریشه گیاهان تحت تنش شوری که با باکتری‏های ذکر شده تیمارشدند، در بذور مایه زنی شده شده با جدایه B.pumilus مشاهده شد. محتوای کل کلروفیل برگ‏ها در بذورتلقیح شده باجدایه Halomonas sp بیشترین مقدار را داشت و بیشترین مقدار پروتئین در بذور تیمار شده با باکتری Arthrobacter sp مشاهده شد. نابتی و همکاران در سال 2010 جدایه Azospirillum brasilense را از خاک شور مزرعه گندم منطقه Bejaia واقع در شمال کشور الجزایر جداسازی کردند. در گیاهان تلقیح شده با این جدایه، میزان پرولین و انباشت شکر؛ که هردو نشان های فیزیولوژیکی از گیاهان تحت تنش هستند، کاهش پیدا کرد. زهیر و همکاران در سال 2009، جدایه های Pseudomonas putida، Pseudomonas aeruginosa و Serratia proteamaculans را از ریزوسفر گیاه گندم واقع در مزارع مختلف جداسازی کردند. طبق پژوهش‏های زهیر و همکاران جدایه
 P. putida بیشترین اثر را در افزایش ارتفاع گیاه، طول ریشه، عملکرد دانه در مقایسه با سایر جدایه‏های جداسازی شده از خود نشان داد. وادیائی و
همکاران در سال 2015، تعداد هفت جدایه که شامل Bacillus pumilus، B.aquimaris،B.arsinicus، B.cereus،B.subtilis، Pseudomonas mendocina، Arthrobacter sp را از ریزوسفر گیاه گندم در مزارع هندوستان جداسازی کردند، که بیشترین وزن خشک ریشه و بایومس ساقه پس از تلقیح بذور با باکتری
 B. aquimaris مشاهده شد.

 

سپاسگزاری
      این پایان نامه توسط ستاد احیای دریاه ارومیه با کد 1399-TU-001حمایت مالی شده است. نویسندگان از کارکنان و دانشجویان آزمایشگاه های باکتری شناسی گیاهی و قارچ شناسی دانشگاه تبریز کما تشکر و قدردانی را دارند.

Arora S, Vanza MJ, Mehta R, Bhuva C and Patel PN. 2014. Halophilic microbes for bio-remediation of salt affected soils. African Journal of Microbiology Research, 8(33): 3070-3078.
Cook JR and Veseth RJ. 1991. Wheat Health Management. St. Paul, Minnesota. ‏
De Vries FT, Griffiths RI, Knight CG, Nicolitch O and Williams A. 2020. Harnessing rhizosphere microbiomes for drought-resilient crop production. Science, 368(6488): 270-274.
Dimkpa C, Weinand T and Asch F. 2009. Plant–rhizobacteria interactions alleviate abiotic stress conditions. Plant, Cell & Environment, 32(12): 1682-1694. ‏
Intra B, Mungsuntisuk I, Nihira T, Igarashi Y and Panbangred W. 2011. Identification of actinomycetes from plant rhizospheric soils with inhibitory activity against Colletotrichum spp., the causative agent of anthracnose disease. BMC Research Notes, 4: 1-9
Jafari M. 2013. Salinity in Iran. Forest and Rangeland Research Institute. No.35. Tehran.
Joshi R and Bisht TS.  2019. Isolation and Screening of Lipase Enzyme from Bacterial Strains Isolated from Sambhar Lake. International Journal of Pharmacy and Biological Sciences, 9(5): 2321-3272.
Lodewyckx C, Vangronsveld J, Porteous F, Moore ER, Taghavi S, Mezgeay M and der Lelie DV. 2002. Endophytic bacteria and their potential applications. Critical reviews in plant sciences, 21(6): 583-606.
Mayak S, Tirosh T and Glick BR. 2004. Plant growth-promoting bacteria confer resistance in tomato plants to salt stress. Plant physiology and Biochemistry, 42(6): 565-572.
Nabti E, Sahnoune M, Ghoul M, Fischer D, Hofmann A, Rothballer M, Schmid M and Hartmann A. 2010. Restoration of growth of durum wheat (Triticum durum var. waha) under saline conditions due to inoculation with the rhizosphere bacterium Azospirillum brasilense NH and extracts of the marine alga Ulva lactuca. Journal of Plant Growth Regulation, 29(1), 6-22.
Orhan F and Gulluce M. 2015. Isolation and characterization of salt-tolerant bacterial strains in salt-affected soils of Erzurum, Turkey. Geomicrobiology Journal, 32(6): 521-529.
Pessarakli M. 2014. Handbook of plant and crop physiology. CRC Press
Ramadoss D, Lakkineni VK, Bose P, Ali S and Annapurna K. 2013. Mitigation of salt stress in wheat seedlings by halotolerant bacteria isolated from saline habitats. Springer Plus, 2(1):1-7.
Roohi A, Ahmed I, Iqbal M and Jamil M. 2012. Preliminary isolation and characterization of halotolerant and halophilic bacteria from salt mines of Karak. Pakistan Journal of Botany, 44(1): 365-370.
Schaad NW, Jones JB and Chun W. 2001. Laboratory guide for the identification of plant pathogenic bacterium (No. Ed. 3). American Phytopathological Society. (APS Press).
Tiwari S, Singh P, Tiwari R, Meena KK, Yandigeri M, Singh DP and Arora DK. 2011. Salt-tolerant rhizobacteria-mediated induced tolerance in wheat (Triticum aestivum) and chemical diversity in rhizosphere enhance plant growth. Biology and Fertility of Soils, 47(8): 907-916.
Tuteja N and Gill SS. 2012. Crop improvement under adverse conditions. Springer Science & Business Media.
Vaishnav A, Shukla AK, Sharma A, Kumar R and Choudhary DK. 2019. Endophytic bacteria in plant salt stress tolerance: current and future prospects. Journal of Plant Growth Regulation, 38(2): 650-668.
Zahir ZA, Ghani U, Naveed M, Nadeem SM and Asghar HN. 2009. Comparative effectiveness of Pseudomonas and Serratia sp. containing ACC-deaminase for improving growth and yield of wheat (Triticum aestivum L.) under salt-stressed conditions. Archives of Microbiology, 191(5): 415-424.