اثر دو پایه تجاری و تلقیح با دو گونه قارچ میکوریز بر جذب برخی عناصر و صفات کیفی خیار گلخانه‌ای

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

گروه علوم و مهندسی باغبانی، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز

چکیده

اهداف: آزمایش حاضر به منظور بررسی اثر دو پایه تجاری و تلقیح با دو گونه قارچ میکوریز بر جذب برخی عناصر و صفات کیفی خیار گلخانه­ای، در کشت­های خاکی آن انجام گردید.
 
مواد و روش­ها: آزمایشی به صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی با سه تکرار، درگلخانه گروه علوم و مهندسی باغبانی دانشگاه تبریز اجرا گردید. فاکتور اول پیوند خیار گلخانه­ای رقم ناگین روی دو پایه کدوی شینتوزا، روت پاور و همزیستی با دو گونه قارچ میکوریز (Diversisporaversiformis و Rhizophagus intraradices) به عنوان فاکتور دوم بود.
 
یافته­ها: نتایج بدست آمده نشان داد بین پایه­ها و گونه­های قارچ میکوریز مورد مطالعه از نظر صفات کیفی تفاوت معنی­داری وجود داشت. بطوری که پایه شینتوزا تلقیح شده با قارچ میکوریز گونه­ی D.versiformis  ضمن داشتن بیشترین عملکرد در واحد سطح (6260.28 گرم در متر مربع) موجب افزایش غلظت فسفر و پتاسیم در برگ­ها شد. همچنین در تیمار گیاهان پیوندی و کلونیزه شده با قارچ­های میکوریز صفات کیفی میوه از جمله  ظرفیت آنتی­اکسیدانی و فنل کل میوه، سفتی بافت میوه، محتوای مواد جامد محلول (TSS) میوه افزایش یافت. در ضمن سایر صفات کیفی میوه از جمله pH وEC عصاره میوه و TA میوه در بین تمام تیمارها تقریبا یکسان بود.
 
نتیجه­گیری: در نهایت نتایج تحقیق نشان داد که پیوند خیار بر روی پایه کدو همراه با استفاده از قارچ میکوریز موجب افزایش عملکرد در واحد سطح با حداقل مصرف نهاده­های کشاورزی، بهبود شاخص­های کیفی میوه و جذب عناصر غذایی، برای تولید پایدار خیار گلخانه­ای در شرایط کشت خاکی قابل توصیه است.
 

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

The Effect of Commercial Rootstocks and Inoculation with two Species of Mycorrhizal Fungi on some Element Uptake and Qualitative Traits of Greenhouse Cucumber

نویسندگان [English]

  • Asghar Marizadeh
  • Sahebali Bolandnazar
  • Jafar Hajilou
  • Ali lotfollahy
چکیده [English]

Background and Objective: In order to study the effect of two commercial rootstocks and two mycorrhizal fungi species colonization on absorb some elements and fruit quality of greenhouse cucumber, present study was conducted in greenhouse.
 
Materials and Methods: a factorial experiment in a completely randomized block design with three replications was carried out, in the greenhouse of science and horticulture engineering department, University of Tabriz. The first factor was the grafting of cucumber cv. Nagin on the two rootstocks of Shintoza, and Routpower and symbiosis with two species of mycorrhizal fungi (Diversispora versiformis and Rhizophagus intraradices) considered as the second factor.
 
 Results: The results showed that there was a significant difference between the rootstock and species of mycorrhizal fungi in terms of qualitive traits. Inoculation of Shintoza with D. mycorrhizal fungi produced the most yield per square meter and increased the concentration of phosphorus and potassium in leaves. Also, in these treatments, qualitative traits such as total antioxidant capacity and total phenol content, fruit firmness, soluble solids content (TSS) were increased. In addition, other fruit quality charachteristics including pH and EC of fruit extract and titrable acidity of fruit were similar among all treatments.
 
Conclusion: the results showed that grafting of greenhouse cucumber on squash rootstock and using of mycorrhizal fungi to increase of fruit yield with minimal consumption of agricultural inputs, and quality characteristics and absorption of nutrients, for sustainable cucumber fruit production in greenhouse condition.
 

کلیدواژه‌ها [English]

  • Greenhouse Cucumber
  • Shintoza
  • Routpower
  • Grafting
  • Mycorrhizal Fungi
  • Fruit quality

مقدمه

    سبزیهای تیره کدوئیان از گذشته­های دور در ایران کشت و کار شده و محصولات پرطرفدار خانواده­های ایرانی و یکی از منابع مهم تغذیه انسان بشمار می­روند. خیار (.Cucumis sativus L) عضو مهمی از این تیره گیاهی می باشد، که به صورت گلخانه­ای و مزرعه­ای تولید می شود. با توجه به محدود بودن زمین­های قابل کشت و تقاضای بالا برای سبزی­های خارج از فصل خانواده کدوئیان، کشت آن­ها به طور مداوم تحت شرایط نامطلوب شامل محیط­های بیش از حد سرد، مرطوب، خشک و یا گلخانه­های با نور کم در زمستان، که در برخی کشورها صورت می­گیرد. این شرایط سبب بروز آفات و بیماری­های خاکزاد می­گردد و باعث اختلالات مختلف فیزیولوژیک و پاتولوژیک شده که منجر به از دست دادن شدید کیفیت محصول می­­شود. پیوند می­تواند بر بسیاری از این مشکلات غلبه کند (دیویس و همکاران 2008). پیوند در گیاهان روشی است که در سطح وسیعی برای مدیریت و کنترل بیماری­های خاکزاد استفاده می شود و اخیراً برای افزایش مقاومت گیاه به تنش های غیرزنده نیز بکار رفته است (کینگ و همکاران 2010).  پیوند در شرایط تنش شوری با افزایش ماده خشک و مواد جامد محلول باعث بهبود کیفیت میوه گیاهان پیوندی شد (مددخواه و همکاران 2018). برای محصولاتی چون خیار که در مرحله نابالغ برداشت می­شوند، پیوند اثر منفی کمی بر کیفیت میوه دارد، خیار بخوبی با پیوند وفق یافته و کمترین ناسازگاری با پایه­های رایج را داراست (هویس 2000). امروزه با توجه به مشکلاتی که مصرف بی­رویه کودهای شیمیایی به وجود آورده است، استفاده از کودهای زیستی در کشاورزی مجدداً مطرح گردیده است. تعداد قابل توجهی از گونه­های باکتریایی و قارچی خاک دارای روابط کارکردی با گیاهان بوده و اثرات مفیدی بر رشد آنها دارند (ویسی 2003). ﻗﺎﺭﭺﻫﺎﻱ ﻣﻴﮑﻮﺭﻳﺰﺍ ﻳﮑـﻲﺍﺯ ﺍﺟـﺰﺍﻱ ﻣﻬـﻢ ﺟﺎﻣﻌـﻪﻱ ﺯﻳﺴـﺘﻲ خاک هستند، ﺑﺎ ﺩﻳﮕﺮ ﺭﻳﺰﺟﺎﻧﺪﺍﺭﺍﻥ ﺩﺭ ﺭﻳﺰﻭﺳﻔﺮ ﺍﺛﺮ ﻣﺘﻘﺎﺑﻞ ﺩﺍﺭﻧﺪ، و یکی از منابع مهم زیستی خاک محسوب می­شوند. ﺩﺭ ﺳﺎﻝﻫﺎﻱ ﺍﺧﻴـﺮ، ﭘـﮋﻭﻫﺶ ﺩﺭ ﻣـﻮﺭﺩ ﮐـﺎﺭﺑﺮﺩ ﻗـﺎﺭﭺ ﻣﻴﮑـﻮﺭﻳﺰﺍ ﺑﻪﻋﻨﻮﺍﻥ ﺍﻓﺰﺍﻳﺶﺩﻫﻨﺪﻩ ﺭﺷﺪ ﻭﮐﻴﻔﻴﺖ، ﺩﺭﮔﻴﺎﻫﺎﻥ ﺑﺎﻏﺒﺎﻧﻲ ﺍﻓـﺰﺍﻳﺶ یافته است. میکوریزا به عنوان یکی از مهمترین کودهای زیستی، اثرات مثبتی بر خصوصیات کمی و کیفی گیاهان همزیست دارد (گوسلینگ و همکاران 2006). در واقع میکوریزا با افزایش سرعت جذب عناصر کم تحرک قادر است تغذیه گیاه میزبان را در شرایط کمبود عناصر غذایی بهبود بخشد (قاضی و زاک 2003). نتایج یک پژوهش نشان داده است که حضور کود زیستی میکوریزا باعث بهبود خصوصیات خاک نظیر محتوای ماده آلی و افزایش دسترسی گیاه به عناصر نیتروژن، فسفر، پتاسیم و عناصر ریز مغذی می­شود (عیدی زاده و همکاران 2010). پژوهش­های اخیر نشان داده­اند که استفاده از قارچ­های میکوریز و باکترهای محرک رشد می­تواند ضمن پایداری تولید منجر به افزایش عملکرد، بهبود کیفیت محصول، کاهش مصرف نهاده­های کشاورزی از جمله کود شیمیایی و آب شوند. در ضمن مقاومت گیاهان در مقابل تنشهای زیستی و غیرزیستی از جمله کمبود آب، شوری و فلزات سنگین افزایش می­یابد ( بلندنظر 2019). این پژوهش با هدف بررسی اثر دو پایه تجاری و تلقیح با دو گونه قارچ میکوریز بر جذب برخی عناصر و  صفات کیفی خیار گلخانه­ای انجام شد.

 

مواد و روش­ها

       آزمایش در گلخانه گروه علوم باغبانی واقع در ساختمان تحصیلات تکمیلی دانشکده کشاورزی-دانشگاه تبریز اجرا گردید. این آزمایش به صورت فاکتوریل در قالب طرح بلوک­های کامل تصادفی با دو فاکتور، فاکتور اول پیوند خیار روی دو پایه کدوی شینتوزا، و روت پاور و همزیستی با دو گونه قارچ میکوریز Rhizophagus intraradices  و Diversisporaversiformis به عنوان فاکتور دوم با سه تکرار اجرا شد. لازم به ذکر است که گونه­های قارچ میکوریز مورد نظر از گروه خاکشناسی دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز تهیه گردید.

 رقم خیار گلخانه­ای ناگین از شرکت Enza Zaden هلند تهیه  و به عنوان پیوندک مورد استفاده قرار گرفت. این رقم میانگل و دارای 2 تا 3 میوه در هر بند بوده و جزء خیار های با اندازه 19-18 سانتی­متر و مناسب کشت بهار و پاییز می­باشد. یکی از خصوصیات این رقم تحمل نسبتاً خوب آن نسبت به تنش­های دمایی است. از دیگر خصوصیات رقم ناگین می­توان به تحمل نسبی، نسبت به بیماری­های سفیدک پودری، ویروس موزائیک خیار، ویروس­ زردی آوندی خیار اشاره کرد. از کدوهای شینتوزا هیبریدC.maxima×C.moschata) )  و روت­پاور (Cucurbita pepo) به عنوان پایه استفاده شد. پیش از کاشت، بذرها به مدت 12 ساعت در آب ولرم خیس شده و بعد در کاغذ صافی قرار داده شدند، بعد از خروج ریشه­چه بذرهای خیار، در سینی­های نشاء حجره­ای کشت شدند. برای کاشت بذور پایه از سینی­های 45 حفره­ای و برای بذور پیوندک از سینی­های 90 حفره­ای استفاده شد. بستر کاشت نشاءهای مورد استفاده پیت­ماس و پرلیت به نسبت 1:2، آغشته شده به گونه­های قارچ میکوریز مورد نظر بود. بذور پیوندک هفت روز زودتر از پایه کشت شدند. بعد از کامل شدن عملیات کاشت بذور و آبیاری، سینی­های نشاء به گلخانه با نور کافی و طبیعی 70000 لوکس، دمای 28-25 درجه سلسیوس (روز) و 20-18 درجه سلسیوس (شب) منتقل شدند.

گیاهچه­ها در مرحله تک برگ حقیقی و دو هفته بعد از کاشت بذور پیوندک، آماده عملیات پیوند شدند. جهت انجام عملیات پیوند نشاءها به آزمایشگاه فیزیولوژی سبزی­ها انتقال و پیوند نیمانیم تغییر یافته بر روی نشاءهای تلقیح شده با قارچ میکوریز و عدم تلقیح با قارچ میکوریز انجام گرفت. از روش پیوند نیمانیم تغییر یافته به علت سازگاری بالا و آسانی این استفاده گردید (لی و ادا، 2003). گیاهچه­های پیوند شده بعد از پیوند به اتاقک پیوند با رطوبت نسبی 95%  در سه روز اول فرایند گیرایی، 85% سه روز دوم و 70% سه روز سوم و دمای 2±28 درجه سلسیوس منتقل شدند. در سه روز اول اتاقک تاریک و سپس نوردهی به تدریج تا روز نهم انجام گرفت (لی و ادا، 2003). پس از گذشت 10 روز از زمان پیوند، گیاهچه­های پیوندی تلقیح شده با قارچ میکوریز و عدم تلقیح با قارچ میکوریز از اتاقک پیوند خارج و بعد از سازگار شدن با محیط گلخانه به گلدانهای هفت کیلوگرمی خاک انتقال داده و به گلخانه­ای با نور کافی و طبیعی و دمای 27-25 درجه سلسیوس (روز) و 20-18 درجه سلسیوس (شب) منتقل شدند. در هر مرحله از برداشت میوه از بوته، توزین گردید و بر این اساس صفت عملکرد (متر مربع) اندازه­گیری شد.  

                                                                                                          

تجزیه عناصر معدنی مواد گیاهی

فسفر

    در این آزمایش، اندازه­گیری فسفر به روش رنگ سنجی وانادات- مولیبدات انجام پذیرفت و فسفر موجود در برگها اندازه­گیری شد.

        برای اندازه­گیری فسفر و پتاسیم نیاز به خاکستر از نمونه­های پودر شده گیاهی می­باشد که به صورت زیر تهیه گردید (کتین، 1980).

پتاسیم

   برای اندازه­گیری پتاسیم از روش فلیم فتومتری (نشر شعله­ای) استفاده شد (کتین 1980).

 

اندازه­گیری صفات کیفی میوه

سفتی بافت میوه

   برای اندازه­گیری میزان سفتی میوه­ها ابتدا به ازای هر تیمار و تکرار دو میوه برداشت شد. سعی شد که میوه­ها از لحاظ شکل ظاهری و قطر و طول با هم یکسان باشند و با استفاده از دستگاه سفتی سنج ابتدا سفتی با پوست اندازه­گیری و سپس با استفاده از کاترهای مخصوص پوست میوه­ها جدا شده و با فشار دادن سفتی سنج در بافت گوشتی میوه­ها تا خطوط نشانه، میزان سفتی میوه­ها اندازه­گیری شد (مددخواه 2018).

 

 

 

 

میزان مواد جامد محلولTSS))

  با چکاندن چند قطره از عصاره میوه روی منشور دستگاه رفراکتومتر دیجیتال ATAGO Brix  مواد جامد محلول بر حسب درجه بریکس تعیین شد.

 

اندازه­گیری اسیدیته قابل تتراسیون (TA  EC و pH عصاره میوه

    برای تهیه عصاره میوه ابتدا دو میوه از هر تکرار انتخاب و پس از جدا کردن پوست، آب میوه­ها توسط دستگاه آب­میوه­گیری گرفته شد. سپس برای تهیه عصاره، آب میوه از کاغذ صافی عبور داده شد. از عصاره حاصل برای اندازه­گیری pH  و EC با استفاده از دستگاه pH متر و EC سنج استفاده شد. برای محاسبه اسیدیته قابل تیتراسیون، 10 میلی­لیتر از عصاره حاصل را با آب مقطر به حجم 100 میلی­لیتر رسانده و 50 میلی­لیتر از آن را با محلول هیدروکسید سدیم 0.1 نرمال تا رسیدن pH متر به عدد 8.1 تیتر نموده و با استفاده از فرمول زیر اسیدیته میوه بر حسب درصد اسید مالیک محاسبه شد) هوانگ و همکاران 2010).

 درصد اسیدیته کل

 :Sمقدار هیدروکسید سدیم مصرف شده (میلی­لیتر)، N: نرمالیته هیدروکسید سدیم، F: فاکتور هیدروکسید سدیم، E: اکی­والان اسید مالیک، C: مقدار عصاره میوه (میلی­متر)

اندازه­گیری میزان ظرفیت آنتی­اکسیدانی کل

در این پروژه از روش DPPH برای اندازه­گیری ظرفیت آنتی­اکسیدانی استفاده گردید )یو و همکاران، 2002). 5/0 گرم نمونه در هاون چینی با استفاده از ازت مایع خرده شده و مقدار چهار میلی­لیتر متانول اسیدی به آن اضافه و سپس داخل میکروتیوب ریخته و به مدت 10 دقیقه  با دور 5000 در دقیقه سانتریفیوژگردید. ابتدا 1900 میکرولیتر DPPH برای هر نمونه در کوئیت ریخته شده و در طول موج nm517، با استفاده از دستگاه اسپکتروفتومتر خوانده شد، سپس مقدار 100 میکرولیتر عصاره اضافه شد و پس از 30 دقیقه ماندن در تاریکی مجدداً در طول موج nm517 قرائت شد. سپس ظرفیت ­آنتی­اکسیدانی عصاره­ها، به صورت درصد بازدارندگی DPPH از فرمول زیر محاسبه گردید.

درصد DPPH

 

ارزیابی میزان فنل کل

  میزان فنول به شیوه فولین- سیوکالتو اندازه­گیری شد (سلینکارد 1977). ابتدا 5/0 گرم گوشت میوه با نیتروژن مایع در داخل هاون آسیاب شد و سپس 5/1 میلی­لیتر متانول اسیدی یک درصد سرد همگن گردید. عصاره حاصل به مدت 15 دقیقه در 12000 دور در دقیقه و دمای چهار درجه سانتی­گراد سانتریفیوژ شد. سپس 40 میکرولیتر از عصاره حاصل را با 50 میکرو لیتر فولین-سیکالتیو و 790 میکرولیتر آب مقطر مخلوط کرده و پس از 3 دقیقه، 150میکرولیتر محلول کربنات سدیم 20 درصد به آن اضافه گردید. محلول حاصل به مدت دو ساعت در محفظه تاریک در دمای اتاق نگهداری گردید و سپس جذب نوری آن توسط اسپکتروفتومتر در طول موج 760 نانومتر قرائت گردید. از اسید گالیک به عنوان محلول استاندارد استفاده شد.

 

تجزیه و تحلیل داده­ها

 تجزیه و تحلیل داده­ها با استفاده از نرم افزار  SPSS 24 و مقایسه میانگین تیمارها با آزمون چند دامنه­ای دانکن در سطح احتمال 1 و 5 درصد انجام شد. شکل­ها نیز با استفاده از نرم افزار 2016 Excel رسم گردیدند.

 

نتایج و بحث

غلظت فسفر برگ

پایه­های مورد آزمایش و نیز گونه­های مختلف قارچ میکوریز تفاوت معنی­داری را در غلظت فسفر موجود در برگ خیار گلخانه­ای نشان دادند، همچنین، اثر متقابل تیمارها بر فسفر برگ معنی­دار بود (جدول 1). پایه شینتوزا بالاترین و گیاهان شاهد بدون پیوند، پایین­ترین غلظت فسفر را داشتند. کاربرد قارچ میکوریز گونه D. versiformis  بالاترین و گیاهان شاهد بدون پیوند و میکوریز پایین­ترین غلظت فسفر را نشان دادند (شکل 1). ، همچنین پیوند بر روی خیار جذب و انتقال فسفر، پتاسیم، نیتروژن، کلسیم و منیزیم را افزایش می­دهد (گلسنکو و دروبکو  1952؛ ایکیدا و همکاران 1987؛ کین و لی 1989؛ رز و همکاران 1997؛ پلگار و همکاران 2000 ؛ رافائل و همکاران 2008). پژوهشگران گزارش کردند که غلظت فسفر در برگ، میوه و ساقه خیارهای پیوندی به طور معنی­داری تحت تاثیر پیوند قرار گرفت و نسبت به گیاهان غیر پیوندی بیشتر بود (رافائل و همکاران 2008). در بین عناصرغذایی بیشترین نقش میکوریز در جذب فسفر است زیرا فسفر کمترین تحرک را در بین عناصر غذایی دارد، پژوهش­ها در این زمینه نشان می­دهد، که سرعت جریان فسفر به درون گیاه میکوریزی سه الی شش مرتبه بیشتر از گیاهان غیر میکوریزی است (بوون 1991).

غلظت پتاسیم برگ

         اثر پایه و قارچ میکوریز، همچنین، اثر متقابل بین تیمارها بر غلظت پتاسیم برگ در سطح احتمال یک درصد معنی­دار بود (جدول 1). بالاترین غلظت پتاسیم در پایه شینتوزا تلقیح شده با قارچ میکوریز گونهD. versiformis بدست آمد. پایین­ترین غلظت پتاسیم نیز در گیاهان شاهد بدون پیوند و بدون میکوریز مشاهد شد (شکل 2). پژوهش­ها بر روی گیاهان جالیزی نشان داد، که پیوند موجب  بهبود جذب و افزایش انتقال عناصر غذایی در گیاهان پیوندی شده و درنتیجه موجب افزایش کارایی دستگاه فتوسنتری بخصوص در شرایط رشد بهینه می­شود و در نهایت موجب افزایش رشد، عملکرد و کیفیت محصول می­شود (رز و همکاران 1997؛ هو و همکاران 2005؛ زو و همکاران 2007).  در این پژوهش، غلظت پتاسیم در گیاهان  همزیست با قارچ میکوریز، افزایش یافت که این افزایش جذب یک رابطه دو طرفه بین گیاه و قارچ میکوریز بوده است، که در حین انتقال کربوهیدرات از گیاه به قارچ، و انتقال مواد غذایی از قارچ به گیاه رخ داده (اسمیت و اسمیت 1990). پژوهشگران افزایش غلظت پتاسیم را در برگ­ها و میوه­های هندوانه­های پیوندی روی پایه­ی شینتوزا گزارش نمودند و افزایش عملکرد و بهبود شاخص­های کیفی را مرتبط با غلظت بالای پتاسیم در اندام­های گیاه دانستند (یتیسر و همکاران 2013). پژوهش­های دیگر نشان داد که پتاسیم در برگ­های  گیاهان پیوندی افزایش یافته است (رائول و همکاران 2008).

 

 


جدول1- تجزیه واریانس اثر پایه و قارچ میکوریز بر غلظت عناصر برگ و برخی صفات  کیفی میوه خیار گلخانه­ای

میانگین مربعات

درجه آزادی

منابع تغییر

درصد ماده خشک میوه

سفتی بدون پوست بافت میوه

سفتی با پوست بافت میوه

غلظت پتاسیم برگ

غلظت فسفر برگ

عملکرد در متر مربع

 

 

14/0ns

85/3**

17/3**

42/0*

52/0

86/3

07/0ns

91/0*

96/0*

26/0*

44/0

94/5

01/0ns

04/1*

78/1*

19/0*

39/0

38/2

15/5ns

27/122**

34/293**

58/46**

33/6

95/3

92/5ns

004/0**

006/0**

001/0**

010/0

85/1

11736.18ns

491465.85**

145591.05**

358638.48**

6350.4

4.8

2

2

2

4

16

-

تکرار

پایه

میکوریز

پایه×میکوریز

اشتباه آزمایشی

ضریب تغییرات

ns، * و ** به ترتیب بیانگر تفاوت غیرمعنی­دار و معنی­دار در سطح احتمال 5 و1 درصد می باشد.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل1- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای غلظت فسفر در خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،  Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز ((C

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل2- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای غلظت پتاسیم در برگ  خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،  Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز ((C

 

 


سفتی بافت میوه

        نتایج حاصل از تجزیه واریانس داده­ها نشان داد که بین اثر پایه و قارچ میکوریز، همچنین اثر متقابل پایه و قارچ میکوریز از لحاظ سفتی بافت میوه (سفتی با پوست و سفتی بدون پوست) در سطح احتمال 5 درصد اختلاف معنی­داری مشاهده شد (جدول 1). بیشترین و کمترین میزان سفتی بافت میوه به ترتیب در پایه روت­پاور  تلقیح شده با گونه­ی قارچ میکوریز
D. versiformis و گیاهان شاهد بدون پیوند و میکوریز مشاهده گردید (شکل 3 و 4). در این پژوهش میزان سفتی بافت میوه در خیارهای پیوندی روی پایه­ی روت­پاور میکوریزی شده، نسبت به سایر تیمارها بیشتر بود. گزارش شده است که میوه­های گیاهان پیوندی معمولاً به دلیل جذب و انتقال مقادیر بالای کلسیم، سفت­تر می­باشند (دیویس و پرکینز 2005). سفتی بافت میوه تحت تاثیر عواملی مختلفی مانند خصوصیات اندامک­های سلول، ترکیب بیوشیمیایی، محتوای آب یا آماس سلول و ترکیب دیواره سلولی می­باشد (سامس 1999). محققین نیز گزارش کردند که سفتی در خیارهای پیوندی افزایش پیداکرده است (زو و همکاران 2009). تاثیر پایه روی سفتی میوه ممکن است در ارتباط با تغییر در مورفولوژی سلول، آماس سلول، خواص شیمیایی و مکانیکی دیواره سلول، در نتیجه افزایش سنتز هورمون­های درون­زاد و تغییر در روابط آبی و وضعیت تغذیه­ای پیوندک باشد (لی و ادا 2003؛ ساکاتا و همکاران 2008). امروزه مشخص شده است که قارچ­های میکوریزا به روش­های مستقیم مانند بهبود تغذیه گیاه از طریق افزایش جذب عناصر غذایی و روش­های غیر مستقیم مانند کاهش تنش­های زیستی مثل بیماری­های گیاهی و غیر زیستی مثل شوری و خشکی سبب افزایش رشد وکیفیت میوه گیاهان میزبان می­شوند (کاردوسو و کوپر 2006).


 


                

                                                                                                                 

 

 

 

 

  

 

شکل3- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای سفتی با پوست بافت میوه در خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (DvRhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز (C)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل4- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای سفتی بدون پوست بافت میوه خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،  Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز (C)

 

 


درصد ماده خشک میوه

           اثر پایه و قارچ میکوریز، همچنین، اثر متقابل پایه و قارچ میکوریز بر درصد ماده خشک میوه خیار معنی­دار بود (جدول 1). کاربرد پایه و قارچ میکوریز آربوسکولار سبب افزایش درصد ماده خشک میوه خیار نسبت به گیاهان شاهد بدون پیوند و بدون میکوریز شد، که تاثیر استفاده از همزمان پیوند و قارچ میکوریز نشان می­دهد، همچنین، بالاترین درصد ماده خشک میوه با کاربرد همزمان پایه و قارچ میکوریز بدست آمد. بالاترین درصد ماده خشک میوه مربوط به پایه شینتوزا تلقیح شده با گونه­ی قارچ میکوریز D. versiformis و پایین­ترین درصد ماده خشک میوه در گیاهان شاهد بدون پیوند (بدون قارچ میکوریز) مشاهد شد (شکل 5). در پژوهش حاضر افزایش وزن خشک و درصد مادۀ خشک میوه در ترکیب­های پیوندی استفاده شده از قارچ میکوریز، نسبت به گیاهان بدون پیوند ممکن است در ارتباط با غلظت بالای املاح آلی و عناصرغذایی به­ ویژه پتاسیم در میوه و نیز مقادیر بالای انباشت و کارایی مصرف پایین عناصر غذایی در این میوه­ها باشد (هوانگ و همکاران 2013).

 

 

 

  

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل 5- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای درصد ماده خشک میوه در خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،  Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز (C)

 

 

جدول2- تجزیه واریانس اثر پایه و قارچ میکوریز بر برخی صفات  کیفی میوه خیار گلخانه­ای

میانگین مربعات

درجه آزادی

منابع تغییر

فنل کل

ظرفیت آنتی اکسیدانی

pH

EC

TA

TSS

 

 

77/7ns

02/0**

01/0**

01/0**

02/0

61/1

11/52ns

44/565**

44/481**

55/218**

52/7

46/2

12/0ns

06/0*

35/0ns

05/0*

06/0

36/1

28/36ns

41/1815*

56/842*

69/631*

37/534

80/5

01/0ns

04/0**

03/0*

01/0*

01/0

25/9

11/0ns

18/2**

87/0ns

18/0*

44/0

66/3

2

2

2

4

16

-

تکرار

پایه

میکوریز

پایه×میکوریز

اشتباه آزمایشی

ضریب تغییرات

ns ، * و ** به ترتیب بیانگر تفاوت غیرمعنی­دار و معنی­دار در سطح احتمال 5 و1 درصد می باشد.

 


مواد جامد محلول ((TSS

          اثر پایه، اثر متقابل پایه و قارچ میکوریز بر میزان مواد جامد محلول میوه به ترتیب، در سطح احتمال 1 و 5 درصد معنی­دار بود، اما اثر قارچ میکوریز معنی­دار نبود (جدول 2). بالاترین میزان TSS مربوط به پایه روت­پاور تلقیح شده با گونه­ی قارچ میکوریز D. versiformis و پایین­ترین میزان مربوط به گیاهان شاهد بدون پیوند بود (شکل 6). افزایش میزان مواد جامد محلول با کاربرد پایه و قارچ میکوریز می­تواند به دلیل نقش متقابل این پایه­ها و قارچ­های میکوریز در جذب عناصر غذایی باشد. پژوهش­ها نشان می­دهند محصولاتی مانند خیار که به صورت نارس برداشت می­شوند کمتر تحت تأثیر اثرات منفی پیوند قرار میگیرند (موراماتسو 1981). این یافته­ها با آزمایش حاضر سازگار هستند که اثر پایه­ها و قارچ میکوریز اثر منفی روی طعم خیارها نداشته و در عین حفظ طعم اصلی، حتی موجب بهبود محتوای مواد جامد محلول در گیاهان پیوندی به ویژه پایه­ی روت پاور با گونه قارچ میکوریز D. versiformis شدند که در گیاه شاهد مقدار مواد جامد محلول کمتر بود. محققین نیز گزارش کردند که محتوای اسید آسکوربیک و مواد جامد محلول و سفتی در خیارهای پیوندی افزایش پیداکرده است (زو و همکاران 2009).

 

 

 


 

 

 

 

 

 

 

شکل6- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای غلظت مواد جامد محلول میوه خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،    Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز (C)

 

 

EC،  pHوTAعصاره میوه

 

در این پژوهش، اثر پایه و قارچ میکوریز، همچنین اثر پایه و قارچ میکوریز بر EC، pH و TA میوه در سطح احتمال 5 درصد معنی­دار بود (جدول 2). بیشترین EC، pH عصاره میوه نیز مربوط به پایه روت­پاور تلقیح شده با قارچ میکوریز گونه­ی  R.intraradices و بیشترین TA (اسیدیته قابل تیتراسیون) نیز مربوط به پایه روت­پاور و شینتوزا تلقیح شده به ترتیب با با گونه­ی قارچ میکوریز R. intraradices و D. versiformis  بود و نیز کمترین EC، pH و TA نیز در گیاهان شاهد بدون پیوند و قارچ میکوریز مشاهده شد (شکل 7 و 8 و 9). بین پایه­ها و گونه­های قارچ میکوریز مورد استفاده شده از لحاظ pH تفاوت معنی­داری نیز مشاهده نشد. احتمالاً برتری شاخص­های کیفی و کمی در گیاهان پیوندی در مقایسه با غیر پیوندی مربوط به جذب و انتقال عناصر غذایی بیشتر از خاک به بخش هوایی گیاه می­باشد (میگل و همکاران 2004؛ کولا و همکاران 2010؛ لی و همکاران 2010؛ مارتینز و همکاران 2010). که پایه­ها و قارچ­های میکوریز در جذب و انتقال عناصر غذایی از خاک به بخش هوایی گیاه نقش موثری را ایفاء می­کنند. افزایش کلی در محتوای اسیدیته قابل تیتراسیون در میوه­های خیار پیوندی روی کدوی برگ انجیری گزارش شده است (هوانگ و همکاران 2009). پژوهشگران گزارش نمودند که اسیدیته قابل تیتراسیون و نسبت TSS/TA در هندوانه­های مینی پیوندی روی پایه­ی شینتوزا در مقایسه با گیاهان بدون پیوند بالاتر بود (پروتی و همکاران 2008). با این حال گزارش شده   pH, EC  و اسیدیته قابل تیتراسیون در خربزه و طالبی پیوندی روی پایه­ی شینتوزا نسبت به گیاهان بدون پیوند کمتر بوده است (کولا و همکاران 2013).

 

 

 


 

 

 

 

 

 

 

 

شکل7- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای ECمیوه در خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،    Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز (C)

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل8- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای pH عصاره میوه در خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،  Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز ((C

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل9- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای  اسیدیته قابل تیتراسیون در میوه خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،    Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز((C


 

 

 


ظرفیت آنتی­اکسیدانی     

           اثر پایه، قارچ میکوریز و اثر متقابل بین تیمارها در سطح احتمال یک درصد بر ظرفیت آنتی­اکسیدانی میوه خیار گلخانه­ای معنی­دار بود (جدول 2). مقایسه میانگین تیمارها نشان داد که پایه­ها و گونه­های قارچ میکوریز مورد بررسی در این آزمایش در ظرفیت آنتی­اکسیدانی با یکدیگر متفاوت بوده و بالاترین ظرفیت آنتی­اکسیدانی مربوط به پایه شینتوزا تلقیح شده با گونه قارچ میکوریز D.versiformis و پایین­ترین ظرفیت آنتی­اکسیدانی را گیاهان شاهد بدون پیوند و میکوریز به خود اختصاص داده بودند (شکل 10). اثر مثبت قارچ­های میکوریز بر افزایش ظرفیت آنتی اکسیدانی نیز اخیراً توسط برخی محققین گزارش شده است (دادهان و همکاران 2011؛ عبدالطیف و چاوسینگ 2011 ؛ هوانگ و همکاران 2011؛ تالت و شاوکی 2011). پژوهشگران افزایش ظرفیت آنتی اکسیدان­ها را در گیاهان میکوریزی نسبت به گیاهان غیرمیکوریزی گزارش کرد (اوگه 2001).


 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل10- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای  فعالیت آنتی­اکسیدانی در عصاره متانولی میوه خیار گلخانه­ای به روش

PPH. Diversisporaversiformis (Dv)،  Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز( (C

 

 


فنل کلمیوه

          اثر پایه و قارچ میکوریز، همچنین، اثر متقابل بین تیمارها در سطح یک درصد بر محتوای فنول کل موجود در میوه خیار گلخانه­ای معنی دار بود (جدول 2). مقایسه میانگین بین تیمارها نشان داد که کاربرد قارچ میکوریز و پایه، محتوای فنول را نسبت به گیاهان شاهد بدون پیوند، افزایش داد و بالاترین محتوای پلی فنول کل مربوط به پایه­ی شینتوزا تلقیح شده با گونه­ی R. intraradices و  گیاهان شاهد بدون پیوند پایین­ترین مقدار فنول کل را نشان دادند (شکل 11). تلقیح با قارچ میکوریز آربوسکولار، سبب افزایش ترکیبات فنولی و سطح آنتی اکسیدانها شده که این افزایش، در نتیجه مکانیسم دفاعی است که پس از تماس ریشه گیاه میزبان و اندامهای قارچ میکوریزا آغاز می­شود، این افزایش در مقایسه با عوامل بیماریزا، گذرا و ضعیف است (پرنر 2008؛ زو و همکاران 2008؛ کارلسون و همکاران 2008؛ بانئلیس و همکاران 2014). گزارش شده است که مقدار فنل کل در اثر همزیستی با قارچ میکوریز افزایش یافته، اما این افزایش، معنی­دار نبود  (پرنر 2008).

 

عملکرد در متر مربع

           نتایج تجزیه واریانس صفات در این تحقیق نشان داد که اثر متقابل پایه و قارچ میکوریز روی عملکرد بوته معنی­دار بود (جدول1). در بین پایه­ها و قارچ­های میکوریز، پایه شینتوزا تلقیح شده با گونه­ی قارچ میکوریز  D. versiformis  با تولید میوه  28/6260، گرم در متر مربع، بالاترین عملکرد میوه را به خود اختصاص دادند و گیاهان شاهد بدون پیوند و میکوریز 93/2336 گرم در متر مربع ، پایین­ترین مقدار عملکرد میوه را داشتند (شکل 12). استفاده همزمان پایه و قارچ میکوریز یکی از راهکارهای مناسب برای دسترسی به عملکرد مطلوب با حداقل مصرف نهاده­های کشاورزی است. بررسی­های گلخانه­ای نشان داد که گیاهچه­های خیار تلقیح شده با  قارچ میکوریز، غلظت بیشتری از عناصر غذایی در اختیار ساقه­ها می­دهد (وانگ و همکاران 2008) که منجر به افزایش عملکرد در گیاهان تلقیح یافته با قارچ میکوریز شد. از طرفی به نظر می­رسد افزایش عملکرد در پایه­های پیوندی در اثر ظرفیت بالای آنها در جذب و انتقال مواد غذایی که به دلیل داشتن سیستم ریشه­ای قوی­تر است (رافائل و  همکاران 2012). 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

شکل11- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای فنل کل میوه در خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،    Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز((C

 

شکل12- ترکیبات تیماریپایه و قارچ میکوریز برای عملکرد در خیار گلخانه­ای

Diversisporaversiformis (Dv)،    Rhizophagus intraradices(Ri  شاهد بدون میکوریز((C

 

 


نتیجه گیری کلی

به طور کلی نتایج این آزمایش نشان داد که بین پایه­های تلقیح شده با گونه­های قارچ میکوریز و گیاهان غیرپیوندی تلقیح­ شده با قارچ میکوریز مورد مطالعه از لحاظ صفات کیفی تفاوت کمی دیده شد و بر اساس یافته­های این تحقیق پایه­ی شینتوزا و روت­پاور تلقیح شده با قارچ میکوریز اثر منفی روی طعم میوه خیارها نداشته است. از طرفی دیگر مقایسه میانگین داده­ها نشان داد که پایه­های شینتوزا و روت­پاور تلقیح شده با گونه­های قارچ میکوریز به دلیل داشتن ریشه­ای قوی و کارآمد فسفر و پتاسیم بیشتری از خاک جذب و در اندام های هوایی مانند برگ ذخیره کرده و موجب بهبود شاخص­های کیفی شدند. در نهایت نتایج تحقیق نشان داد که تیمار اثر متقابل پایه و قارچ میکوریز موجب بهبود شاخص­های کیفی و جذب عناصر غذایی شد و از لحاظ آماری معنی­دار گردید. همچنین، دراین مطالعه مشخص شد که پایه شینتوزا تلقیح شده با قارچ میکوریز گونه­ی D. versiformis  توانست بیشترین عملکرد میوه را در یک متر مربع را داشته باشد.

 

سپاسگزاری

در پایان از تلاش تمامی اساتید گروه علوم و مهندسی باغبانی دانشگاه تبریز، مسئول محترم آزمایشگاه فیزیولوژی سبزی­ها و گلخانه، دانشجویان و همه دوستانم جهت همکاری بی­دریغشان کمال سپاسگزاری را دارم و برای همه این عزیزان عمر با عزت و عاقبت به خیری از خداوند متعال طلب می­نمایم.

Banuelos J, Alarcón A, Larsen J, Cruz-Sanchez S and Trejo D. 2014. Interactions between arbuscular mycorrhizal fungi and Meloidogyne incognitain the ornamental plant Impatiens balsamina. Journal of Soil Science and Plant Nutrition, 44(4): 63- 74.
Bolandnazar S. 2019. Using of microorganisms and bio-fertilizers for producing the heathy vegetables. 11th horticultural science conference. Urmia, Iran. Pp. 11:1-2. (In Persian).
Bolan NS, 1991. A critical review on the role of mycorrhizal fungi in the uptake of phosphorus by plants. Plant Soil, 134: 189–207.
Carlsen SCK, Understrup A, Fomsgaard IS, Mortensen AG and Ravnskov S. 2008. Flavonoids in roots of white clover: interaction of arbuscular mycorrhizal fungi and a pathogenic fungus. Plant and Soil, 302 (1-2): 33-43.
Colla G, Rouphael Y, Jawad R, Kumar P, Rea E, Cardarelli M. 2013. The effectiveness of grafting to improve NaCl and CaCl2 tolerance in cucumber. Scientia Horticulturae, 164: 380-391.
Colla G, Suarez CMC, Cardarelli M and Rouphael Y. 2010. Improving nitrogen use efficiency in melon by grafting. Horticulturae Science, 45: 559-565.
Cottenie A. 1980. Soil and Plant Testing. FAO Soils Bulletin, 38: 94-100.
Davis AR and Perkins-Veazie P. 2005. Rootstock effects on plant vigor and watermelon fruit quality. Report-Cucurbit Genetics Cooperative, 28: 39.
Davis AR, Perhins-Veazie P, Sakata Y, Maroto JV, Lee SG, Huh YC and Miguel A. 2008.                                                               Grafting effects on vegetable quality. Scientia Horticulturae, 43: 1670-1672.       
Dudhane MP, Borde MY and Jite PK. 2011. Effect of arbuscular mycorrhizal fungi on growth and antioxidant activity in Gmelina arborea Roxb. Under Salt Stress Condition. Notulae Scientia Biologicae, 3(4): 71-78.
Eydizadeh K, Mahdavi Damghani A, Sabahi H, and Soufizadeh S. 2010. Effects of integrated application of biofertilizer and chemical fertilizer on growth of maize (Zea mays L.) in Shoushtar Agroecology, 2(2): 292-301. (In Persian).
Ghazi AK and John Zak BM. 2003. Field response of wheat to arbuscular mycorrhizal fungi and drought stress. Mycorrhiza, 14: 263-269.
Gluscenko IE and Drobkov AA. 1952. Introduction and distribution of radioactive elements in grafted plants and their effect on the development of tomato (in Russian). Izv. Akad Nauk S.S.R.R. Ser. Biology, 6: 62-66.
Gosling P, Hodge A, Goodlass G and Bending GD. 2006. Arbuscular mycorrhiza fungi and organic farming. Agriculture, Ecosystems and Environment, 113: 17-35.
Hoyos Echebarría, P. 2000. March. Influence of different rootstocks on the yield and quality of greenhouses grown cucumbers. In V International Symposium on Protected Cultivation in Mild Winter Climates. Current Trends for Suistainable Technologies, 559: 139-144.
Hu C, Zhu Y, Yang L, Chen S and Huang Y. 2005. Comparison of photosynthetic characteristics of grafted and ownroot seedlings of cucumber under low temperature circumstances. Acta Botanica Boreali-Occidentalia Sinica, 26 (2): 247 -253.
Huang Y, Bie ZL, He SP, Hua B, Zhen A and Liu ZX. 2010. Improving cucumber tolerance to major nutrients induced salinity by grafting onto Cucurbita ficifolia. Environmental and Experimental Botany, 69: 32-38.
Huang Y, Li J, Hua B, Liu Z, Fan M and Bie Z. 2013. Grafting onto different rootstocks as a means to improve watermelon tolerance to low potassium stress. Scientia Horticulturae, 149: 80-85.
Huang Y, Zhu J, Zhen A, Liu Z, Chen L and Bie Z. 2009. Organic and inorganic solutes accumulation in the leaves and roots of grafted and ungrafted cucumber plants in response to NaCl stress. Journal of Food, Agriculture and Environment, 7 (2): 703-708.
Ikeda H, Shnji O and Kazuo A. 1986. The comparison between soil and hydroponics in magnesium absorption of grafting cucumber and the effect of increased application of magnesium. Bull. Natl. Veg. Res. Ins. Japan, 9: 31-41.
Kim SE and Lee JM. 1989. Effect of rootstocks and fertilizers on the growth and mineral contents in cucumber (Cucumis sativus). Res. Collection, Inst. Food Develop. Kyung Hee University. Korea, 10: 75-82.
King SR, Davis AR, Zhang X and Crosby K. 2010. Genetics, breeding and selection of rootstocks  for Solanaceae and Cucurbitaceae. Scientia Horticulturae, 127: 106-111.
Lee JM and Oda M. 2003. Grafting of herbaceous vegetable and ornamental crops. Horticultural Reviews, 28: 61-124.
Lee JM, Kubota C, Tsao SJ, Bie Z, Hoyos Echevarria P, Morra L and Oda M. 2010. Current status of vegetable grafting: Diffusion, grafting techniques, automation. Scientia Horticulturae, 127: 93-105.
Madadkhah E, Bolandnazar S, Oustan Sh. 2018. Improving Cucumber Salt Tolerance by Grafting on Cucurbit Rootstock. Journal of Agricultural Science and Sustainable Production. 27(3): 153-155. (In Persian).
Madadkhah E. 2018. Physiological, biochemical and yield traits evaluation of greenhouse cucumber grafted on some cucurbit rootstock under NaCl salinity stress in hydroponic condition. PhD. Thesis University of Tabriz. (In Persian).
Martinez-Ballesta MC, Alcaraz-Lopez C, Muries B, MotaCadenas C and Carvajal M. 2010. Physiological aspects of rootstock-scion interactions. Scientia Horticulturae, 127: 112–118.
Miguel A, Maroto JV, San Bautista A, Baixauli C, Cebolla V, Pascual B, Lopez, S and Guardiola JL. 2004. The grafting of triploid watermelon is an advantageous alternative to soil fumigation by methyl bromide for control of Fusarium wilt. Scientia Horticulturae, 103: 9-17.
Muramatsu Y. 1981. Problems on vegetable grafting. Shisetu Engei, 10: 48-53.
Perner H, Rohn S, Driemel G, Batt N, Schwarz D, Kroh, LW and George E. 2008. Effect of nitrogen species supply and mycorrhizal colonization on organosulfur and phenolic compounds in onions. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 56(10): 3538-3545.
Proietti S, Rouphael Y, Coiia G, Cardarelli M, De Agazio M, Zacchini M, Moscatello S and Battistelli A. 2008. Fruit quality of mini-watermelon as affected by grafting and irrigation regimes. Journal of the Science of Food and Agriculture, 88: 1107-1114.
Pulgar G, Villora G and Romero L. 2000. Improving the mineral nutrition in grafted watermelon plants: Nitrogen metabolism. Biologia Plantarum, 43: 607-609.
Rouphael Y, Cardarelli M, Rea E and Colla G. 2008. Grafting of cucumber as a means to minimize copper toxicity. Environmental. Experimental Botany, 63: 49-58.
Rouphael Y, Cardarelli M, Rea E. and Colla, G. 2012. Improving melon and cucumber       photosynthetic activity, mineral composition, and growth performance under salinity stress by grafting onto Cucurbita hybrid root stocks. Photosynthetica, 50 (2): 180-188.
 
Ruiz J, Belakbir A, Lopez-Cantarero I and Romero L. 1997. Leaf-macronutrient content and yield in grafted melon plants. A model to evaluate the influence of root stock genotype. Scientia Horticulturae, 71 (3-4): 227-234.
Sakata Y, Sugiyama M and Ohara T. 2008. The history of melon and cucumber grafting in japan. Scientia Horticulturae, 127: 162-171.
Sams CE. 1999. Preharvest factors affecting postharvest texture. Postharvest Biology Technology, 15: 249-254.
Slinkard K Singleton VL. 1977. Total phenol analysis; automation and comparison with manual methods. American Journal Enologe of Viticulture, 28: 49-55.
Smith SE and Smith FA. 1990. Structure and function of the interfaces inbiotrophic symbioses as they relate to nutrient transport. New Phytologist, 114: 1-38.
Talaat NB and Shawky BT. 2011. Infl uence of arbuscular mycorrhizae on yield, nutrients, organic solutes, and antioxidant enzymes of two wheat cultivarsunder salt stress. Journal of Plant Nutrition and Soil Science, 174 (2): 283−291.
Vessey K. 2003. Plant growth promoting rhizobacteria as biofertilizers. Plant and Soil, 255: 571-586.
Wang C, Xiaolin, L, Jianchao Z, Wang G and Dong Y. 2008. Effects of arbuscular mycorrhizal fungi on growth and yield of cucumber plants. Journal of Soil Science and Plant Analysis, 39: 499-509.
Xu X, Qin G and Tian S. 2008. Effect of microbial biocontrol agents on alleviating oxidative damage of peach fruit subjected to fungal pathogen. International Journal of Food Microbiology,
126(1-2): 153-158.
Yetisir H, Ozdemir AE, Aras V, Candir E and Aslan O. 2013. Rootstocks effect on plant nutrition concentration in different organ of grafted watermelon. Agricultural Sciences, 4 (5): 230-237.
Yu L, Haley S, Perret J, Harris M, Wison J and Qian, M. 2002. Free radical scavenging properties of wheat extracts. AgricultureFood Chemistry, 50: 1619–1624.
Zhou Y, Huang L, Zhang Y, Shi K, Yu J and Nogues S. 2007. Chill-induced decrease in capacity of RuBP carboxylation and associated H2O2 accumulation in cucumber leaves are alleviated by grafting onto figleaf gourd. Annals of Botany, 100 (4): 839-848.
Zhou Y, Zhou J, Huang L, Ding X, Shi K and Yu J.  2009. Grafting of Cucumis sativus onto Cucurbita ficifolia leads to improved plant growth, increased light utilization and reduced accumulation of reactive oxygen species in chilled plants. Journal of Plant Research, 122 (5): 529-540.