نوع مقاله : مقاله پژوهشی
نویسندگان
1 گروه علوم و مهندسی خاک، دانشکده کشاورزی، دانشگاه تبریز، تبریز-ایران
2 استادگروه علوم ومهندسی خاک دانشگاه تبریز، دانشکده کشاورزی
3 گروه علوم خاک دانشکده کشاورزی دانشگاه تبریز
4 گروه علوم و مهندسی خاک دانشکده کشاورزی دانشگاه تبریز
چکیده
کلیدواژه‌ها
عنوان مقاله [English]
نویسندگان [English]
Background and Objectives
:The use of biofertilizers is very effective in soil fertility, food safety of consumers and environmental health. In this study, arbuscular mycorrhizal fungi were produced with two types of culture media in greenhouses.
Methods and Material
this experiment, seven species of mycorrhizal fungi were propagated in two types of pot substrates in the presence of corn plant in greenhouse conditions with a growth period of four months. Fungal species were Rhizophagus intraradices, Glomus versiforme, Rhizophagus irregularis, Scutellospora calospora, Claroideoglomus etunicatum and Funneliformis mosseae. Two types of pot substrates including A substrate: (cocopeat, vermiculite with a volume ratio of 1:1 and Humic acid with a concentration of 250 mg/L) and B substrate: cocopeat, vermiculite and compost (With a volume ratio of 1: 1: 0.4) were used for plant culture.
Results
The results showed that the percentage of root colonization had no significant difference between the substrates type, but the simple effects of the fungi (P <0.01) and the interactions of the fungi × substrate (P <0.05) were significant. In A substrate, Rhizophagus irregularis (72.87%) and in B substrate Rhizophagus irregularis-Sweden (67.12%) and Glomus versiforme-Tabriz (67.85%) showed the highest percentage of root colonization. The fungi Rhizophagus irregularis and Glomus versiforme were tested for inoculum potential by MPN method and the number of their propagules were 30 and 22.5 in 50 ml of substrate, respectively.
Conclusion
Based on the test results, the use of organic compost is recommended compared to humic acid in terms of economics and easy accessibility.
کلیدواژه‌ها [English]
مقدمه
هدف از کشاورزی پایدار، حفظ باروری خاکهای زراعی است، طوری که نیاز جمعیت در حال افزایش را بدون تخریب محیط زیست و تخلیه عناصر غذایی تأمین نماید. مدیریت حاصلخیزی خاک با استفاده از کودهای زیستی میتواند در پیشبرد این هدف بسیار مؤثر باشد (کوور و پیوروال 2019). رایج‌ترین نوع همزیستی میکوریزی در گیاهان زراعی و باغی، میکوریز آربوسکولار می‌باشد (علی‌اصغرزاد 1992). در چنــد دهــه اخیــر مــصرف کودهــای شــیمیایی در اراضــی کشاورزی موجب بـروز مـشکلات زیـست محیطـی، از جملـه آلودگی منابع آب، افت کیفیت محـصولات کـشاورزی و تـأثیر منفی بر خصوصیات زیستی خاک‌ها گردیده است (هروینجه و همکاران 2007). کشاورزی پایدار بر پایه مصرف کودهای زیستی با هدف کاهش در مصرف کودهای شیمیایی، یک راه حل مطلوب جهـت غلبـه بر این مشکلات می‌باشد. کودهای زیستی بـا افـزایش مـاده آلـی خـاک، باعـث بهبـود خـصوصیات فیزیکـی، شـیمیایی و بیولوژیکی خاک شده، همچنین عناصر غذایی مورد نیاز گیاهـان و ریزجانداران را تأمین می‌کنند (صالح راستین 2003). قارچهای میکوریز[1] AM یکی از انواع کودهای زیستی است که رابطه همزیستی اجباری با ریشه اغلب گیاهان زراعی دارد. اغلب محصولات کشاورزی استراتژیک از قبیل گندم، برنج، ذرت ، سیب‌زمینی و سویا با قارچهای AM همزیستی دارند (هیجری، 2016). در این همزیستی، قارچ به‌عنوان توسعه‌دهنده سیستم‌های ریشه‌ای عمل میکند و سطح تماس را که برای جذب عناصر غذایی مهم است، افزایش می‌دهد (اسمیت و رید 2008) و با افزایش جذب عناصر غذایی و آب و افزایش مقاومت در مقابل تننش‌های زیستی(پاتوژن‌ها) و غیرزیستی (خشکی، شوری و ...)، ایجاد رابطه سینرژیستی با ریزجانداران حل‌کننده فسفات و تثبیت کننده‌های نیتروژن، تولید هورمون‌های محرک رشد گیاه همانند اکسین و سیتوکینین، سبب بهبود رشد و نمو و عملکرد گیاهان میزبان در کشاورزی پایدار میشود (ویلیامز و همکاران 1992). قارچهای AM عمدتاً با افزایش جذب فسفر، به گیاه میزبان‌شان سود می‌رسانند (مارکس، 2004). قارچهای AM به دلیل اینکه می‌توانند 4 تا 20 درصد از کربن تثبیت شده توسط گیاهان را مصرف کنند، از مهمترین تنظیم‌کننده‌های جریان کربن از گیاهان به خاک محسوب می‌شوند (زو و میلر 2003). با وجود اثرات مثبت همزیستی AM، کاربرد آنها در مقیاس بزرگ به دلیل عدم امکان تولید انبوه محدود است (گائور و آدولیا، 2002). زیرا اندومیکوریزها به دلیل ماهیت همزیستی اجباری[2] با گیاهان نمی‌توانند روی محیط‌‌های‌کشت مصنوعی رشد کنند (هبت و اسریو 2001). در حال حاضر برای تولید این قارچها از روش‌های کشت درون شیشه، روش ائروپونیک، روش گلدانی و روش مزرعه‌ای استفاده میشود. که روش‌های درون شیشه ای و ائروپونیک به دلیل هزینه بالا و نیاز به تجهیزات آزمایشگاهی جهت مصرف در سطح مزرعه، صرفه اقتصادی ندارند. کشت درون شیشه و استقرار همزیستی قارج‌های AM اولین بار در ریشه‌های بریده شبدر و گوجه‌فرنگی با موفقیت به انجام رسید. پس از آن استفاده از ریشه هویج تراریخت شده با Ri T-DNA تحت عنوان سیستم ROC[3] معروف شد. از آن به بعد سیستم‌های متفاوت تولید مایه تلقیح AM بر پایه ROC شکل گرفت. که در روش درون شیشه علاوه بر دو روش مذکور برای تولید زادمایه روش کشت گیاه کامل نیز به کار می‌رود. که بخش هوایی در خارج از پلیت رشد نموده در حالیکه ریشه و قارچ AM در درون پلیت در محیط کشت مستقر می‌باشد. صرف‌نظر از هزینه بالا این روش‌ها عاری از هرگونه آلودگی بوده و برای تولید زادمایه قارچ در گیاهانی که به روش کشت بافت تکثیر می‌یابند بسیار مناسب می‌باشند. روش‌های ائروپونیک (تکنیک‌های کشت محلول) که شامل کشت هوا کشت و آبکشت به همراه جریان محلول غذایی (NFT[4]) می‌باشد که در مقایسه با کشت گلدانی هزینه بالایی داشته و برای تولید در مقیاس‌های کوچک قابل استفاده می‌باشند (ساریخانی و ابراهیمی 2011). اما روش گلدانی، ساده، ارزان و قابل کنترل بوده و قابلیت اجرایی بالایی دارد. روش گلدانی شامل استفاده از بسترهای خاکی و غیرخاکی است. در گذشته بسترهای معمول استفاده شده بیشتر مخلوط خاک و شن بودند اما از مواد غیرآلی بی‌اثر نیز به عنوان بستر استفاده میشود (چلاپن و همکاران، 2002). اخیراً استفاده از بسترهای غیر خاکی از جمله ورمیکولایت، پرلیت و موادی از این قبیل به دلیل نداشتن مشکلات زادمایه خاکی اعم از آلودگی به قارچهای بومی و ریزجانداران بیماریزا و عدم نیاز این بسترها به استریل به دلیل تحمل دمای بالا در فرایند تولید و فرآوری توصیه میشود (محمودی 2015). استفاده از بسترهای با تهویه مناسب و غلظت پائین عناصر غذائی نظیر شن و ورمیکولایت فرآوری شده میتواند اسپورزائی قارچ را تحریک کرده و پتانسیل کلنیزاسیون میکوریزی را بهبود بخشد (سیلوا و همکاران 2007).هبت و اسریو (2001) طی آزمایشی گزارش کردند اگر زادمایه با استفاده از محیط‌های کشت با ظرفیت بافری خیلی پایین فسفر مثل شن سیلیسی یا بازالت خرد شده تهیه شود در این صورت بهترین روش تغذیه گیاه میزبان افزودن دوره‌ای یک محلول غذایی مانند هوگلند (هوگلند و آرنون 1950) با غلظت فسفر تصحیح شده 8 میلی‌گرم بر لیتر است. افزودن محلول غذایی به بستر کشت به لحاظ اقتصادی به صرفه نیست (جانیناسی و وُشکا 2004) لذا توصیه به استفاده از مواد آلی میشود زیرا مواد آلی علاوه بر کاهش هزینه‌های مرتبط با استفاده از محلول غذایی سبب بهبود اسپورزایی نیز میشود (کوئلهو و همکاران 2014).
مواد هیومیکی در اکثر خاکهای جهان وجود دارند و به طور معمول با میسیلیوم‌های قارچ میکوریز در تماس هستند، بنابراین در استفاده از بسترهای بدون خاک، قارچهای میکوریز به چنین ترکیباتی نیاز دارند (گریندلر و همکاران 2006). پژوهشگران بسیاری گزارش کردند که مواد هیومیکی با افزایش خاکدانه‌سازی، تهویه و نفوذپذیری خاک، اثر مثبتی روی رشد گیاه داشتند (مولر-وگنر 1988). گسترش شهرنشینی و صنعتی شدن بـه ویـژه در کشورهای در حال توسعه، انباشته شدن حجـم عظیمی از زباله‌های شهری را در پی داشته است. بنابراین در دهه‌های اخیر به منظور کاهش آلودگی‌های زیست محیطـی توجـه زیادی به بازیافت زباله و بکارگیری کمپوست حاصـل در اراضی کشاورزی شده است (یاری و همکاران 2017). در این راستا در این تحقیق از مواد هیومیکی شامل کمپوست و اسید هیومیک برای تولید زادمایه قارچی استفاده شد. اسید هیومیک غنی از مواد غذایی بوده (چایناچانتا و ساشریرین 2016) و استفاده از کمپوست نه‌تنها سبب فراهمی عناصر غذایی (دنگ و همکاران 2012) بلکه ، افزایش عملکرد محصول و مهار پاتوژن‌های خاکزاد (پن و همکاران، 2013) نیز میگردد که با ورمیکولایت فرآوری شده و کوکوپیت به عنوان بسترهای پایه رقیق شد. در این تحقیق سعی بر این بود که از بسترهای کشت مناسب با قابلیت دسترسی فراوان و قیمت توجیه پذیر استفاده شود، تا بتوان زادمایه قارچی AM با پتانسیل تلقیحی بالا، آلایندگی کمتر بدست آورد.
مواد و روش‌ها
این آزمایش با هدف امکان سنجی تولید نیمه انبوه زادمایه قارچهای میکوریز آربوسکولار در شرایط گلدانی با بکارگیری بسترهای مختلف، انجام شد. هفت گونه قارچ مورد استفاده در این تحقیق از آزمایشگاه بیولوژی خاک دانشگاه تبریز تهیه شد. مشخصات هفت گونه قارچی بکار رفته در این تحقیق، در جدول (1) آورده شده است.
جدول 1- نام ، محل دریافت و کد گونه‌های قارچی مورد استفاده در آزمایش
|
کد قارچ |
محل دریافت یا جداسازی |
نام سابق قارچ |
نام فعلی قارچ |
|
RIR-SW |
دپارتمان بیولوژی دانشگاه لوند سوئد |
Glomus intraradices |
Rhizophagus irregularis |
|
RIN-AD |
دانشگاه آدلاید استرالیا |
Glomus intraradices |
Rhizophagus intraradices AD |
|
RIN-TA |
دشت تبریز |
Glomus intraradices |
Rhizophagus intraradices TA |
|
GVE-TA |
دشت تبریز |
Glomus versiforme |
Glomus versiforme |
|
CET-TA |
دشت تبریز |
Glomus etunicatum |
Claroideoglomus etunicatum |
|
FMO-TA |
دشت تبریز |
Glomus mosseae |
Funneliformis mosseae |
|
SCU-AD |
دانشگاه آدلاید استرالیا |
Scutellospora calospora |
Scutellospora calospora |
این آزمایش در گلخانه تحقیقاتی گروه علوم و مهندسی خاک دانشکده کشاورزی دانشگاه تبریز انجام شد.
آماده‌سازی بسترها
در این آزمایش دو نوع بستر کشت استفاده شد که بستر الف: شامل اسید هیومیک، کوکوپیت و ورمیکولایت بود که کوکوپیت و ورمیکولایت با نسبت حجمی 1:1 مخلوط شدند، اسید هیومیک نیز به مقدار mg.kg-1250 در یک مرحله بصورت سوسپانسیون در آب به هنگام آبیاری به هر گلدان افزوده شد. اسید هیومیک حدود سه هفته پس از کشت، همزمان با اولین محلول غذایی استفاده شد. اسید هیومیک مورد استفاده از لئوناردیت استخراج شد که در زیر شرح داده شده است. بستر ب: شامل کوکوپیت، ورمیکولایت و کمپوست بود که به ترتیب با نسبت حجمی 4:1:1/0 مخلوط شدند. که با توجه به وزن کم و حجم زیاد مواد بستری، نسبت اختلاط آنها بصورت حجمی بیان شده است.
استخراج اسید هیومیک از لئوناردیت
استخراج اسید هیومیک طبق روش پیشنهادی توسط انجمن بین‌المللی مواد هیومیکی (سوویفت، 2004) انجام گرفت. برای این منظور بر روی 50 گرم لئوناردیت پودر شده 500 میلی‌لیتر NaOH 5/0 نرمال ریخته و به مدت 20 ساعت در اتاق تاریک با دمای 25 درجه سلسیوس با شدت 160 دور در دقیقه تکان داده شد. بعد از به هم زدن سوسپانسیون، مایع رویی از کاغذ صافی عبور داده شد. عصاره صاف شده با افزودن 20 میلی‌لیتر HCl غلیظ به 2=pH رسانده شد و به مدت 24 ساعت در یخچال نگهداری شد. سپس فاز محلول از فاز رسوب با سانتریفیوژ rpm 5000 به مدت 10 دقیقه جداسازی و روشناور دور ریخته شد. اسید هیومیک بدست آمده در فاز رسوب جهت حذف اسید با آب مقطر مخلوط شد و سپس سانتریفیوژ گردید و محلول رویی بیرون ریخته شد.
ویژگی‌های شیمیایی اسید هیومیک استفاده شده در این آزمایش شامل اسیدیته کل و گروه‌های عاملی (اشنیتزر، 1982) و نسبت های اسپکتروفتومتری E3/E2 ( نشاندهنده درجه آروماتیک بودن اسید هیومیک) و E6/E4 ( نشاندهنده درجه تراکم ترکیبات آلیفاتیک و آروماتیک مواد هومیک) و log kΔ (درجه هوموسی شدن) با روش چن و همکاران (1976) تعیین و در جدول (2) ارائه گردیده است.
|
جدول 2- شاخص‌های اندازه‌گیری شده اسید هیومیک (وکیلی 2018) |
|||||
|
Δ logk |
E4/E6 |
E3/E2 |
گروه‌های OH –فنولی (meq.g-1) |
گروه‌های کربوکسیلی (meq. g-1) |
اسیدیته‌کل (meq. g-1) |
|
38/0 |
46/2 |
63/2 |
45/6 |
3/0 |
75/6 |
کمپوست مورد استفاده از مرکز مدیریت پسماند شهرداری تبریز تهیه شد. قبل از اختلاط با بستر کشت، با اتوکلاو (دمای 121 درجه سلسیوس و فشار 1 اتمسفر) استریل گردید. بقیه مواد بستر (ورمیکولایت و کوکوپیت) به دلیل اینکه در فرآیند تولید آنها از حرارت بالایی استفاده میشود و همچنین در یک پیش آزمایش با کشت ذرت، هیچگونه کلنیزاسیون ریشه نشان ندادند لذا بدون استریل در کشت گیاه استفاده شدند.
اندازه گیری برخی ویژگی‌های بسترهای مورد استفاده
EC، pH در هر دو بستر در عصاره 5:1 (W:V) اندازه‌گیری شدند (مک‌لین 1982) و ظرفیت نگهداشت آب (WHC[5]) نیز برای هردو بستر تعیین شد (شینوهارا و همکاران 1999).
کشت گیاه
در این آزمایش از گیاه ذرت (Zea mays L.) رقم سینگل کراس 704 به عنوان میزبان قارچ استفاده شد. بذور به مدت 15 دقیقه با هیپوکلریت سدیم یک درصد ضدعفونی سطحی شده و سه مرتبه با آب استریل شسته شده و لای کاغذ صافی مرطوب و استریل، جوانه دار شدند. گلدان‌های هفت لیتری برای کشت گیاه استفاده شدند که هر گلدان شامل شش لیتر بستربود. دو ترکیب بستر برای کشت گیاه استفاده شد. بستر الف شامل کوکوپیت، ورمیکولایت و اسید هیومیک و بستر شامل کوکوپیت، ورمیکولایت و کمپوست بود. هفت گونه قارچی در این آزمایش مورد استفاده قرار گرفت (جدول 1). پتانسیل اولیه قارچها به صورت درصد کلنیزاسیون ریشه برآورد شده است (جدول 3). زادمایه اولیه آنها به صورت لایه‌ای در عمق 5 سانتی‌متری از سطح بستر پخش شد. پس از آبیاری و رسیدن به رطوبت حدود ظرفیت مزرعه، ده عدد بذر جوانه‌دار به ازای هرگلدان کشت شد. بذرها در عمق حدود 1 سانتیمتر (با پنس استریل) قرارگرفتند. در طول دوره رشد به طور مرتب هرسه روز یکبار آبیاری شده و هفته‌ای یکبار حدود 300 میلی لیتر محلول غذایی راریسون با نصف غلظت فسفر (راریسون 1969) به گلدانها اضافه شد. گلدانها در شرایط گلخانه با نور طبیعی و دمای روز 2±30 و شب 2±20 به مدت چهار ماه رشد کردند.
برداشت گیاهان
در آخر دوره رشد (چهار ماه پس از کشت) بخش هوایی گیاهان با قیچی استریل از محل طوقه قطع گردید و محتوای گلدان که شامل بستر حاوی ریشه‌های کلونیزه شده، اسپورها و میسلیوم قارچ بود، برداشت و پس از برداشتن بخشی از ریشه‌های ظریف برای رنگ‌آمیزی و تعیین درصد کلنیزاسیون ، باقی ریشه‌ها با قیچی استریل خرد شده و کاملاً با بستر مخلوط شد. و به‌عنوان زادمایه قارچی مورد ارزیابی قرار گرفت.
|
جدول 3- درصد کلنیزاسون ریشه گونه‌های قارچی مورد استفاده به‌عنوان زادمایه |
||
|
درصد کلنیزاسیون ریشه |
گونه قارچی مورد استفاده |
کد قارچ |
|
83 |
Rhizophagus irregularis |
RIR-SW |
|
71 |
Rhizophagus intraradices AD |
RIN-AD |
|
73 |
Rhizophagus intraradices TA |
RIN-TA |
|
78 |
Glomus versiforme |
GVE-TA |
|
92 |
Claroideoglomus etunicatum |
CET-TA |
|
66 |
Funneliformis mosseae |
FMO-TA |
|
43 |
Scutellospora calospora |
SCU-AD |
رنگ آمیزی ریشه
ریشه‌های ظریف و ریز جدا شده از هر گلدان، پس از شستشوی کامل با آب به مدت یک ساعت داخل لوله‌های حاوی KOH 8 درصد و دمای 90 درجه سلسیوس حرارت داده شد. سپس محلول داخل لوله‌ها خالی شده و پس از شستشو با آب معمولی، به مدت 3 دقیقه در محلول HCl 1 درصد نگهداری شد. در مرحله بعد اسید را خالی نموده و بدون شستشو بر روی ریشه‌ها محلول رنگی تریپان بلو (50 میلی‌گرم پودر تریپان بلو در 100 میلی‌لیتر محلول لاکتوگلیسیرین) اضافه گردید و حدود 45 دقیقه در دمای 90 درجه سلسیوس حرارت داده شد. سپس محلول رنگی خالی شد و پس از شستن نمونه‌ها با آب، محلول رنگ‌بر لاکتوگلیسیرین (LG: شامل آب : گلیسرین : اسید لاکتیک : به نسبت حجمی 14:1:1) بر روی ریشه‌ها اضافه گردید (کورمانیک و مک گراو 1982).
تعیین درصد کلنیزاسیون ریشه
تعیین درصد کلنیزاسیون میکوریزی ریشه با روش تقاطع خطوط شبکه (GIM[6]) انجام شد. بدین ترتیب که پشت یک پتری دیش به قطر حدود 10 سانتیمتر یک مربع شطرنجی با ابعاد شبکه 5/0 ×5/0 سانتی متر رسم شده و قطعات ریشه ها به طول حدود یک سانتیمتر در سطح پتری دیش پخش شدند و تعداد تقاطع ریشه با خطوط افقی و عمودی که دارای اندامهای قارچی بودند شمارش شدند و به صورت کسری از تعداد کل تقاطع خطوط با ریشه ها، یادداشت و در نهایت درصد کلنیزاسیون قارچی محاسبه گردید (گیووانتی و موس 1980).
آزمون نرمال بودن داده ها و مقایسه میانگین‌ها با نرم افزار SPSS و با آزمون دانکن انجام گرفت و رسم نمودار با نرم افزار اکسل انجام شد.
تعیین پتانسیل زادمایه قارچی به روش MPN
ایجاد همزیستی با ریشه‌های گیاه به‌وسیله قارچهای میکوریز میتواند توسط هر یک از اندامک‌های آنها از قبیل هیف، اسپور، وزیکول و آربوسکول و یا حتی قطعات ریشه کلنیزه شده صورت پذیرد. لذا درصد کلنیزاسیون ریشه به‌تنهایی نمی‌تواند مبنای تعیین پتانسیل زادمایه قارچی قرار گیرد (توسلی، 2012). شمارش اسپور نیز دارای محدودیت‌هایی از قبیل عدم استخراج کامل همه اسپورها از نمونه یا عدم تمایز بین اسپور این قارچها با برخی ذرات خاک و یا اسپور سایر قارچها، می باشد ( بایلیس 1969؛ هال 1977). بنابراین برای تعیین پتانسیل کلنیزاسیون هر زادمایه قارچی باید تعداد کل پروپاگولهای آنها با روش بیشترین تعداد محتمل (MPN) شمارش شوند (الکساندر 1965). برای این کار، ابتدا رقتهای حجمی 2/1، 4/1، 8/1 ، 16/1، 32/1، 64/1 از زادمایه قارچی تهیه گردید. برای تهیه رقت 2/1 بدین ترتیب عمل گردید که 1 یک حجم از زادمایه با یک حجم از ورمیکولایت مخلوط گردید، و برای تهیه رقت 4/1 یک حجم از رقت 2/1 با یک حجم از ورمیکولایت استریل مخلوط شد. و برای رقتهای بعدی نیز به همین ترتیب عمل شد. همچنین از بستر ورمیکولایت بعنوان شاهد (بدون زادمایه قارچ) استفاده شد. رقتهای تهیه شده در داخل گلدانها ریخته شد و برای هر رقت سه تکرار تهیه گردید و سه عدد بذر ضدعفونی شده سورگوم داخل هر گلدان کشت شد. این آزمایش به مدت 30 روز و با دمای 23 درجه سلسیوس و با 16 ساعت روشنایی ادامه یافت. گیاهان به طور مرتب آبیاری شده و پس از گذشت 10 روز 20 میلی‌لیتر محلول غذایی راریسون به گلدانها داده شد. بعد از چهار هفته تمام سیستم ریشه درهر گلدان برداشت شده و داخل محلول تثبیت کننده (50 درصد اتانول + 50 درصد اسید استیک 60%) نگهداری گردید و رنگ آمیزی مطابق روش کورمانیک مک گراو (1982) انجام گرفت. کل ریشه رنگ آمیزی شده از هر گلدان، داخل پتری دیش قرار داده شده و زیر استریومیکروسکپ بررسی گردید. وجود یا عدم وجود کلنیزاسیون ریشه به ترتیب به‌عنوان + یا – در نظر گرفته شد و با استفاده از روش MPN (کوکران 1950) تعداد کل پروپاگول در 50 میلی‌لیتر بستر تعیین گردید.
نتایج و بحث
آنالیز بسترهای مورد استفاده و خصوصیات آنها
برخی ویژگی‌های فیزیکی و شیمیایی بسترهای مورد استفاده در جدول شماره (4 و 5) آمده است.
|
جدول 4– برخی ویژگی‌های فیزیکی و شیمیایی بسترهای مورد استفاده |
|||
|
نوع بستر |
EC (dS.m-1) |
pH |
%WHC |
|
بستر الف |
91/0 |
3/7 |
375 |
|
بستر ب |
99/3 |
08/7 |
311 |
|
جدول 5– ویژگی‌های شیمیایی بسترهای مورد استفاده |
|||||||
|
Zn(mg.kg-1) |
Fe(mg.kg-1) |
%K |
%P |
C/N |
%N |
%C |
نوع بستر |
|
77/103 |
26559 |
537/0 |
12/0 |
66/171 |
12/0 |
6/20 |
بسترالف |
|
21/206 |
22582 |
749/0 |
78/2 |
64/21 |
68/0 |
72/14 |
بسترب |
طبق نتایج، بستر الف دارای EC کمتری نسبت به بستر ب می‌باشد. که به وجود کمپوست در ترکیب بستر ب نسبت داده میشود. pH هر دو بستر در حدود خنثی بود. اصولاً اغلب گونه‌های قارچ میکوریز آربوسکولار در pH خنثی کلنیزاسیون بهتری نشان می‌دهند. اسید هیومیک دارای pH اسیدی است. اما در اینجا بستر الف pH بالا و نزدیک خنثی دارد. که به احتمال زیاد به دلیل استفاده اسید هیومیک همراه با محلول غذایی و ظرفیت تبادل کاتیونی بالای بسترهای کوکوپیت و ورمیکولایت و درنتیجه ظرفیت بافری بالای آنها می‌باشد که مانع از کاهش pH شده است. استفاده از لئوناردیت در کشاورزی به‌طور گسترده به دلیل محتوای بالای اسید هیومیک آن می‌باشد. کیفیت و خاصیت لئوناردیت ممکن است به طور قابل‌ملاحظه از یک مکان به مکان دیگر تغییر کند. اسید هیومیک به عنوان منبع غنی تغذیه گیاه عمل میکند و ساختمان خاک و ظرفیت نگهداشت آب را تقویت میکند (چایناچانتا و شاسریرین، 2016). در آزمایشی که با کشت گیاه چیا (Salvia hispanica L.) با استفاده از زادمایه قارچی G. mosseae و شرایط بدون تلقیح (قارچهای بومی خاک) در سه pH خنثی (1/7)، بازی (2/8) و اسیدی (1/5) انجام گرفت، نتایج نشان داد که بیشترین درصد کلنیزاسیون در گیاهان تلقیح شده در pH خنثی بود. کلنیزاسیون ریشه در pH خنثی در گیاهان تلقیح شده با قارچ تفاوت معنی‌داری با گیاهان تلقیح نشده (کلنیزه شده با قارچهای بومی) داشت و گیاهان تلقیح شده درصد کلنیزاسیون بیشتری به خود اختصاص دادند. اما در شرایط بازی تفاوت معنی‌داری بین تیمارهای تلقیح شده و بومی وجود نداشت. در شرایط اسیدی درصد کلنیزاسیون ریشه به شدت افت کرده و تفاوتی بین تیمارهای تلقیح شده و تلقیح نشده نبود (اوزونیدو و همکاران، 2015).
کوکوپیت به بالا بودن ظرفیت نگهداشت آب معروف است و با اسفاگنوم پیت که 400 تا 800 درصد وزن خود آب نگه می‌دارد قابل مقایسه است (آباد و همکاران 2005؛ ایوانس و همکاران 1996). ظرفیت بالای نگهداشت آب در کوکوپیت سبب هوادهی ضعیف ناحیه ریشه میشود. ترکیب مواد درشت دانه مانند ورمیکولایت فرآوری شده با بستر کوکوپیت این مشکل را حل میکند و هوادهی را بهبود می‌بخشد (یحیی و همکاران 2009). ورمیکولایت فرآوری شده مورد استفاده در بستر بسیار متخلخل بوده و خصوصیت موئینگی بالایی دارد و میتواند 4-3 برابر وزن خود آب جذب کند. ورمیکولایت فرآوری شده، رس حرارت دیده با pH حدود 7 تا 5/7 و EC پایین است (بارتال و همکاران 2008).
بستر ب EC بالایی دارد که به علت و جود کمپوست در ترکیب بستر می‌باشد. کمپوست از نظر عناصر غذایی بسیار غنی بوده وسبب بالا رفتن میزان EC شده است. در آزمایشی که با هفت نوع بستر کشت و با دو گیاه سورگوم و شبدر در حضور قارچ میکوریز انجام شد از بین بسترهای مورد استفاده بسترهای کمپوست:پرلیت و کمپوست:ورمیکولایت به‌ترتیب با نسبت 1 به 4 بیشترین میزان EC (dS.m-164/3) را به خود اختصاص دادند (محمودی 1393). بستر ب دارای کمپوست بوده که ویژگی‌های فیزیکی و شیمیایی بسترها را بهبود می‌بخشد و ضمن افزایش قابلیت دسترسی عناصر غذایی پرمصرف و کم مصرف، در تامین برخی هورمونها و تنظیم کننده‌های رشد گیاه نقش مهمی ایفا میکند (اوزرس-همتان و همکاران 2001). مواد کمپوست شده به دلیل فشردگی زیاد، تخلخل بسترهای رشد را کاهش می‌دهند، اما با اضافه کردن ورمیکولایت به بستر، این مشکل تا حدودی جبران میشود (فیتزاتریک 2001). محدودیت‌های استفاده از کمپوست در ترکیب بسترهای رشد شامل هدایت الکتریکی بالا، pH بازی ضعیف (وردنک و همکاران 1983) و ظرفیت پایین نگهداشت آب هستند (آباد و همکاران 2001). سطوح نمک قابل حل در کمپوست به مواد اولیه و فرآوری آن بستگی دارد. ثابت شده است که کمپوست های با سطوح نمک پایین از کمپوست‌های با سطح نمک بالا برای رشد گیاه بهتر می‌باشند (گارسیا-گومز و همکاران 2002). کمپوست‌ها به عنوان جزئی از بسترهای رشد باید وضعیت پایدار و شوری پایینی داشته باشند. همچنین غلظت یون ها و مولکول های سمی مانند فلزات سنگین Hg، Cd و ... در آنها پایین بوده و عاری از جانداران پاتوژنی باشند (راویو و همکاران 2002).
درصد کلنیزاسیون ریشه
تجزیه واریانس نشان داد که اثر بستر بر درصد کلنیزاسیون ریشه گونه‌های قارچی معنی‌دار نشده است (جدول 6). دلیل این پدیده را می‌توان به ترکیب مشابه در هر دو بستر نسبت داد زیرا کمپوست به میزان زیادی اسید هیومیک دارد. کمپوست غنی از اسید هیومیک است که رشد هیفی و اسپورزایی را افزایش می‌دهد (گریندلر و همکاران، 2009).
اما اثر گونه‌های قارچی بر میزان کلنیزاسیون ریشه در سطح احتمال 1 درصد معنی‌دار شد (جدول 6). که دلیل آن به تفاوت سویه‌های قارچی مختلف در فیزیولوژی و ساختارشان و نیز توان سازش با شرایط محیط و گیاه میزبان برمی‌گردد. همچنین این جدول نشان می‌دهد که
اثر متقابل بستر × قارچ نیز بر درصد کلنیزاسیون ریشه در سطح احتمال 5 درصد معنی‌دار شده است. همچنین نتایج مقایسه میانگین اثر متقابل قارچ × بستر بر میزان کلنیزاسیون نشان داد که درصد کلنیزاسیون در بسترها
|
جدول 6- تجزیه واریانس اثر نوع بستر و گونه قارچی بر میزان کلنیزاسیون ریشه |
|
||
|
منابع تغییر |
درجه آزادی |
میانگین مربعات |
|
|
کلنیزاسیون ریشه |
|
||
|
بستر |
1 |
ns49/11 |
|
|
قارچ |
6 |
** 43/746 |
|
|
قارچ × بستر |
6 |
* 25/197 |
|
|
خطای‌آزمایشی |
28 |
66/60 |
|
|
ضریب تغییرات (%) |
83/23 |
|
|
|
**، * و ns به ترتیب معنی‌دار در سطح احتمال 1 درصد و 5 درصد و غیر معنی‌دار می باشد. |
|||
از 87/72-08/28 درصد متتغیر بود و کمترین درصد مربوط به گونه SCU-AD (08/28) و بیشترین درصد مربوط به گونه RIR-SW (87/72) بود که هر دو در بستر الف مشاهده شدند (شکل 1). که اختلاف معنی‌داری با بستر ب (67 درصد) نداشت. گونه‌های قارچی مورد استفاده در هر دوبستر به جز در گونه SCU-AD با هم اختلاف معنی‌داری نداشتند و در همه گونه‌ها به جز گونه‌های FMO-TA ، SCU-AD و GVE-TA درصد کلنیزاسیون ریشه در بسترهای شامل اسید هیومیک بیشتر از بسترهای دارای کمپوست بود
(شکل 1).
شکل 1- اثر برهم کنش نوع بستر و گونه‌های قارچی بر میزان کلنیزاسیون ریشه
RIN-TA ( Rhizophagus intraradices-Tabriz)؛ GVE-TA (Glomus versiforme-Tabriz)؛ RIR-SW (Rhizophagus irregularis-Sweden)؛ SCU-AD (Scutellospora calospora-Australia Adelaide)؛ CET-TA (Claroideoglomus etunicatum-Tabriz) ؛ FMO-TA (Funneliformis mosseae-Tabriz)؛ RIN-AD (Rhizophagus intraradices-Australia Adelaide )
در آزمایشی مبنی بر تأثیر بسترهای مختلف بر میزان کلنیزاسیون قارچ میکوریز از بین هفت نوع بستر استفاده شده، مخلوط کمپوست و ورمیکولایت با نسبت حجمی 1 به 4 بالاترین درصد کلنیزاسیون را به خود اختصاص داد (محمودی، 2015). جونر و جکسون (1995) تأثیر مثبت مواد هیومیکی بر میزان کلنیزاسیون قارچ میکوریز را از طریق افزایش طول هیف‌ها و فراوانی آربوسکول عنوان کردند و اسید هیومیک تأثیر تغذیه‌ای مستقیم بر قارچ میکوریز ندارد زیرا قارچ همزیست اجباری است و مواد مورد نیاز خود را از گیاه تأمین میکند، بنابراین گسترش اندامهای قارچی با مصرف اسید هیومیک به دلیل تأثیر اسید هیومیک بر فیزیولوژی و مورفولوژی ریشه است. (توفایل و همکاران 2014). وکیلی (2018) در پژوهشی افزایش معنی‌دار درصد کلنیزاسیون و همچنین افزایش معنی‌دار فراوانی هیف و آربوسکول و وزیکول را در تیمارهای شامل اسید هیومیک در مقایسه با تیمارهای شاهد گزارش کرد.
یانگ و همکاران (2018) گزارش کردند که کلنیزاسیون ریشه با AMF همبستگی مثبت معنی‌داری با افزایش کمپوست نشان داد. قارچهای AM ممکن است پاسخ‌های مختلفی به مقادیر کمپوست اضافه شده بسته به نوع کمپوست و گونه گیاهی بدهند (کُپتا و همکاران 2011). همچنین گونه‌های قارچ و نسبت C:N کمپوست نیز فاکتور مهمی در پاسخ قارچهای AM به کمپوست اضافه شده می‌باشد (یانگ و همکاران 2018). دودز و همکاران (2006) دریافتند که استفاده از مخلوط ورمیکولیت و کمپوست بعنوان بستر در مقایسه با خاک سبب تولید پروپاگولهای قارچی بیشتری میشود و همچنین اثربخشی بیشتر آن در سیستم های تولید گیاه می گردد.
محتمل‌ترین تعداد پروپاگول (MPN)
با توجه به اینکه درصد کلنیزاسیون ریشه در گونه‌های قارچ Rhizophagus irregularis و Glomus versiforme در هر دو بستر بالاتر از بقیه بود و نیز به علت فضای محدود در گلخانه شمارش تعداد کل پروپاگولهای قارچی فقط در این دو گونه صورت گرفت.
نتایج بدست آمده از آزمایش (جدول 5) نشان داد که جمعیت پروپاگول در زادمایه هر دو گونه قارچ Rhizophagus irregularis و Glomus versiforme مورد استفاده به‌ترتیب حدود 30 و 5/22 پروپاگول در 50 میلی‌لیتر زادمایه بود که در محدوده متعارف بوده و برای استفاده به عنوان زادمایه میتواند مورد توجه باشد. با توجه با اینکه مدت زمان این آزمایش خیلی کوتاه (یک ماه) بود، در حالی که معمولاً یک دوره رشد حداقل سه ماهه برای برقراری همزیستی و تکامل پروپاگولهای قارچی توصیه میشود. و بستر مورد استفاده نیز کاملا عاری از هرگونه مواد غذایی و آلی بود بنابراین نتایج بدست آمده قابل قبول به نظر می‌رسد و حتی بهتر از انتظار بود.
در آزمایشی جمعیت پروپاگولهای قارچ در خاک جنگلی بالغ حدود 5/3 پروپاگول در 50 میلی‌لیترخاک و در مزرعه ذرت نزدیک جنگل حدود 15 پروپاگول در 50 میلی لیتر خاک گزارش گردید (زاپاتا و همکاران 2011). فراهمی عناصر غذایی خاک نیز میتواند فراوانی پروپاگولهای قارچهای میکوریز آربوسکولار را تحت تأثیر قرار دهد (رزیدر2004؛ رزیدر و الن 2002). برای مثال در سیستم مقایسه‌ای ( NPK در مقایسه با کمپوست) ویدیا و همکاران (2008) دریافتند که چگالی اسپور در تیمارهای دریافت‌کننده کمپوست از تیمارهای دریافت‌کننده فسفر معدنی بالاتر بود. در آزمایشی جمعیت اسپور با افزایش کمپوست زباله شهری افزایش یافت (محمودی، 2015). نوع گونه قارچی نقش مهمی در کیفیت زادمایه و جمعیت پروپاگولهای قارچی به واسطه نحوه تولید اسپور (علی‌اصغرزاد 1998) و میزان مقاومتشان در برابر پراکنش، تنش‌های محیطی و کارایی کسب مواد غذایی (زاپاتا و همکاران 2011) دارد. همچنین اندازه ذرات بستر و قطعه‌های ریشه کلنیزه شده نیز تأثیر زیادی در جمعیت پروپاگولهای قارچی دارد (علی‌اصغرزاد 1998).
جدول7- نتایج حاصل از شمارش MPN برای تعیین تعداد پروپاگول‌ها در زادمایه قارچی
|
Glomus versiforme |
Rhizophagus irregularis |
نام قارچ |
|||
|
GVE-TA |
RIR-SW |
کد قارچ |
|||
|
+ |
|
+ |
|
R1 |
(a) رقت 1:2 |
|
+ |
+ |
R2 |
|||
|
+ |
+ |
R3 |
|||
|
+ |
|
+ |
|
R1 |
(b) رقت 1:4 |
|
+ |
+ |
R2 |
|||
|
+ |
+ |
R3 |
|||
|
+ |
|
+ |
|
R1 |
(c) رقت 1:8 |
|
+ |
+ |
R2 |
|||
|
+ |
+ |
R3 |
|||
|
+ |
P1 |
+ |
P1 |
R1 |
(d) رقت 1:16 |
|
+ |
+ |
R2 |
|||
|
+ |
+ |
R3 |
|||
|
+ |
P2 |
+ |
P2 |
R1 |
(e) رقت 1:32 |
|
- |
+ |
R2 |
|||
|
- |
- |
R3 |
|||
|
- |
P3 |
- |
P3 |
R1 |
(f) رقت 1:64 |
|
- |
- |
R2 |
|||
|
- |
- |
R3 |
|||
فاکتور با حد اطمینان 95%= 23/2
|
شکل 2- شمایی از بسته‌بندی زادمایه قارچی |
نتیجه گیری کلی
با توجه به نتایج بدست آمده از این تحقیق، بستر مورد استفاده شامل مخلوط ورمیکولایت و کوکوپیت توانست در تکثیر قارچ میکوریز محیط مناسبی را ایجاد کند و کیفیت زادمایه تولیدی را افزایش دهد. همچنین هر دو تیمار اسید هیومیک و کمپوست بعنوان ماده افزودنی در این بستر از لحاظ تکثیر قارچ مؤثر واقع شدند ولی تفاوت آماری معنی‌داری بین آنها مشاهده نشد. بنابراین با درنظر گرفتن صرفه اقتصادی و مقایسه قیمت این دو ماده افزودنی، استفاده از کمپوست با نسبت حجمی 4:1:1/0(کوکوپیت: ورمیکولایت: کمپوست) برای تولید انبوه زادمایه قارچی توصیه میشود (شکل 2).
سپاسگزاری
این مقاله مستخرج از طرح پژوهشی شماره 4140/ص مورخه 14/10/95 مصوب کمسیون پژوهشی دانشگاه تبریز بوده و نویسندگان بدین وسیله از امور پژوهشی دانشگاه تبریز به خاطر تأمین مالی آن سپاسگزارند.
[1] - Arbuscular mycorrhiza
[2] - Obligate symbiosis
- Nutrient Flow Techniques [4]
[5] Water-holding capacity
)