رفتار متفاوت ریشه و برگ توده بومی خلر در پاسخ به تنش اکسیداتیو ناشی از شوری

نوع مقاله : مقاله پژوهشی

نویسندگان

دانشکده کشاورزی، دانشگاه مراغه

چکیده

با توجه به اهمیت گیاهان علوفه‌ای و ضرورت استفاده از ذخایر ژنتیکی موجود جهت غلبه بر تنش‌های محیطی از جمله شوری، بذور یکنواخت خلر (توده بومی مراغه) انتخاب و به شکل هیدروپونیک پرورش یافتند. پس از رسیدن گیاهچه‌ها به مرحله چهار تا پنج برگی، گیاهچه‌ها به مدت 10 روز در تنش شوری 200 میلی‌مولار قرار گرفتند. سپس از برگ و ریشه گیاهچه‌ها، نمونه­برداری و آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان درگیر در سازوکارهای دفاعی ارزیابی شدند. نتایج ارزیابی فعالیت آنزیم‌های آنتی‌اکسیدان در برگ خلر نشان داد که علی‌رغم افزایش معنی‌دار آنزیم‌های کاتالاز، سوپراکسید دیسموتاز کل و گایاکول پراکسیداز ولی میزان آسیب به غشاها افزایش یافته‌است. احتمال می‌رود علت افزایش آسیب به غشاها ناشی از عدم افزایش معنی‌دار آنزیم آسکوربات پراکسیداز و آیزوزیم Cu/Zn-SOD ‌باشد. زیرا فعالیت کم این آنزیم‌ها سبب اجرای ناکارآمد چرخه مهلر و در پی آن کاهش کارآیی چرخه گزانتوفیل و تغییر حالت تیلاکوئید می‌گردد. در نتیجه تولید انواع اکسیژن فعال بر مکانیسم‌های دفاعی گیاه غلبه نموده و سبب افزایش میزان پراکسیداسیون لیپیدی در تنش شوری می‌شود. میزان آسیب به غشاهای سلولی و اندامک‌ها در ریشه و تحت شرایط تنش شوری نسبت به شاهد کاهش چشمگیری یافت که برخلاف انتظار می‌باشد. احتمال می‌رود که تغییر در ترکیب اسیدهای چرب به کار رفته در ساختار غشاها عامل بروز چنین رفتاری در ریشه باشد.

کلیدواژه‌ها

عنوان مقاله [English]

Different Behavior of Root and Leaf in Grass Pea Landraces in Response to Oxidative Stress Caused by Salinity

نویسندگان [English]

  • E Esfandiari
  • A Abbasi
  • V Enayati
  • SB Mosavi
چکیده [English]

In attention to the importance of forage plants and the necessity to use genetic resources and in order to overcome the environmental stresses such as salinity, uniform grass pea seeds (landrace of Maragheh) were selected and grown in hydroponic system. At 4-5 leaves stage, seedlings were subjected to 200 mM salt stress for a period of 10 days. Sampling was done from the leaves and roots of seedlings and it used to assess the antioxidant enzymes involving in defense mechanisms. Evaluation of antioxidant enzymes in grass pea leaves showed that despite a significant increase in catalase, total superoxide dismutase and guaiacol peroxidase, injury to the membranes has been increased. Likely, the increased damage to membranes would be caused by lack of significant increase in ascorbate peroxidase and isozyme of Cu/Zn-SOD. Because the low activity of this enzymes led to inefficient implementation of Mehler cycle following by reduce efficiency of xantophyll cycle and a change in Tylakoid status. Therefore, ROS production overcomes the plant defense mechanisms leading to increased lipid peroxidation under salinity. Interestingly in the root and under salt stress, the rate of damage to cell and organelle membranes was significantly reduced compared with the control. It seems unexpected behavior of root may be due to the changes in fatty acid compositions of  the membranes structure.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Defense mechanisms
  • Grass Pea
  • Oxidative stress and Salinity

مراجع

اسفندیاری  ع، محبوب س و شکاری ف، 1388. اصول فیزیولوژی گیاهی (جلد اول). انتشارات عمیدی. تبریز
Adams B, 2003. Linking the xanthophyll cycle with thermal energy dissipation. Photosynthesis Research 76: 73-80.
Aebi H, 1984. Catalase in vitro. Method of Enzymology 105: 121-126.
Ahmed P, Jaleel C, Azooz M and Gowher N, 2009. Generation of  ROS and non-enzymatic antioxidants during abiotic stress in plants. Botany Research International 2: 11-20.
Asada K, 2000. The water-water cycle as alternative photon and electron sinks. Phill Trans R Soc Lond B 355: 1419-1431.
Azevedo AD, Prisco JT, Eneas J, Rolim JV and Gomes E, 2005. Hydrogen peroxide pre-treatment induces salt stress acclimation in maize plants. J Plant Physiology 162: 1114-1122.
Cavalcanti F, Lima J, Silva S, Viegas R and Silveira J, 2007. Roots and leaves display contrasting oxidative response during salt stress and recovery in cowpea. J  Plant Physiology 164: 591-600.
Chaparzadeh N, D¢Amico ML, Kavari-Nejad RA, Izzo R and Navari-Izzo F, 2004. Antioxidative responses of Calendula officinalis under salinity conditions. Plant Physiol Biochem 42: 695-701.
Cocks P, Siddiqae K and Hambury C, 2000. Lathyrus a new grain legume. RIRDC Publication No. 99/150.
Edreva A. 2005. Generation and scavenging of reactive oxygen species in chloroplasts: A submolecular approach. Agriculture, Ecosystems and Environment 106: 119-133.
Esfandiari E, Alavi-Kia SS, Bahmani A and Aazami MA. 2009.  The effect of light on ROS-scavenging systems and lipid peroxidation under cold conditions in saffron (Crocus sativus L.). African Journal of Agricultural Research 4: 378-382.
Esfandiari E, Shakiba MR, Mahboob SA, Alyari H and Toorchi M. 2007. Water stress, antioxidant enzyme activity and lipid peroxidation in wheat seedling. Journal of Food, Agriculture & Environment 5: 48-53.
FAO, 2008. FAO land and plant nutrition management service. Available at: http://www.fao.org/ag/agl/agll/spush.
Foyer CH and Noctor G, 2000. Oxygen processing in photosynthesis: regulation and signaling. New Phytol 146: 359-388.
Halliwell B, 2006. Reactive species and antioxidants. Redox biology is a fundamental theme of aerobic life. Plant Physiology 141: 312-322.
Hussain T, Chandrasekhar T, Hazara M, Sultal Z, Saleh B and Gopal G, 2008. Recent advances in salt stress biology- a review. Biotechnology and Molecular Biology Review 3: 8-13.
Latowski D,  Goss R,  Grzyb J, Akerlund H, Burda B, Kruk J and  Strzalka K, 2007. De-epoxidation of xanthophyll cycles require non-bilayer lipida for their activity. Biologia 53: 16-20.
Martino CD, Delfine S, Alvino A and Loreto F, 1999. Photorespiration rate in spinach leaves under moderate NaCl stress. Photosynthetica 36: 233-242.
Mittler R, Vanderauwera S,  Gollery M and Breusegem FV, 2004. Reactive oxygen gene network of plants. Tren Plant Sci 9: 490-498.
Munns R and Tester M, 2008. Mechanism of salinity tolerance. The Annual Review of Plant Biology 59: 651-681.
Noctor G, Arisi A, Jouanin L and Foyer CH, 1999. Photorespiratory glycine enhances glutathione accumulation in both chloroplastic and cytosolic compartments. J Exp Bot 50: 1157-1167.
Ort D, 2001. When there is too much light. Plant Physiology 125: 29-32.
Quiles MJ and López NI, 2004. Photoinhibition of photosystems I and II induced by exposure to high light intensity during oat plant grown effects on the chloroplastic NADH dehydrogenase complex. Plant Science 166: 815-823.
Ren HX, Wang ZL, Chen X and Zhu YL, 1999. Antioxidative responses to different altitudes in Plantago major. Environ Exp Bot 42: 51-59.
Rizhsky L, Liang H and Mittler R, 2003. The water-water cycle is essential for chloroplast protection in the absence of stress. The Journal of Biological Chemistry 27: 38921-38925.
Sairam RK, Rao KV and Srivastava GC, 2002. Differential response of wheat genotypes to long term salinity stress in relation to oxidative stress, antioxidant activity and osmolyte concentration. Plant Science 163: 1037-1046.
Stewart RRC and Bewley JD, 1980. Lipid peroxidation associated aging of soybean axes. Plant Physiology 65: 245-248.
Tyagi A, Santha IM and Mehta SL, 1999. Effect of water stress on proline content and transcript levels in Lathyrus sativus.  Ndian. JBiochem. Biophys 36: 207–210.
Vaidyanathan H, Sivakumar P, Chakrabarty R and Thomas G, 2003. Scavenging of reactive oxygen species in NaCl-Stressed rice (Oryza sativa L.) differential response in salt-tolerant and sensitive varieties. Plant Science 165: 1411-1418.
Weng XY, XU H, Yang Y and Peng H, 2008. Water-water cycle involved in dissipation of excess photon energy in phosphorus deficient rice leaves. Biologia Plantarum 52: 307-313.
 
 

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار